ТЕХНОЛОГИИ ТКАНЕВОЙ ИНЖЕНЕРИИ И РЕГЕНЕРАТИВНОЙ МЕДИЦИНЫ В ЛЕЧЕНИИ ДЕФЕКТОВ ХРЯЩЕВОЙ ТКАНИ СУСТАВОВ
Ю.Б. Басок1, 2, В.И. Севастьянов1
1 ФГБУ «Федеральный научный центр трансплантологии и искусственных органов имени академика В.И. Шумакова» Минздрава России, Москва, Российская Федерация
2 АНО «Институт медико-биологических исследований и технологий», Москва, Российская Федерация
1 ФГБУ «Федеральный научный центр трансплантологии и искусственных органов имени академика В.И. Шумакова» Минздрава России, Москва, Российская Федерация
2 АНО «Институт медико-биологических исследований и технологий», Москва, Российская Федерация
Важнейшими проблемами здравоохранения в индустриальном обществе являются повреждение и деге- нерация суставного хряща, что связано с ограниченными возможностями ткани к регенерации. В обзоре подробно описаны существующие и разрабатываемые технологии восстановления и замещения повреж- денных хрящевых тканей суставов. Дан анализ полученных результатов по двум основным направлени- ям: стимулирование регенерации поврежденной хрящевой ткани и выращивание элементов хрящевой ткани в биореакторах.
Ключевые слова: суставной хрящ, клеточно- и тканеинженерные конструкции, регенеративная медицина, биореакторы.
Ключевые слова: суставной хрящ, клеточно- и тканеинженерные конструкции, регенеративная медицина, биореакторы.
TISSUE ENGINEERING AND REGENERATIVE MEDICINE TECHNOLOGIES IN THE TREATMENT OF ARTICULAR CARTILAGE DEFECTS
Yu.B. Basok1, 2, V.I. Sevastianov1
1 V.I. Shumakov Federal Research Center of Transplantology and Artificial Organs of the Ministry of Healthcare of the Russian Federation, Moscow, Russian Federation
2 ANO «Institute of Biomedical Research and Technology», Moscow, Russian Federation
1 V.I. Shumakov Federal Research Center of Transplantology and Artificial Organs of the Ministry of Healthcare of the Russian Federation, Moscow, Russian Federation
2 ANO «Institute of Biomedical Research and Technology», Moscow, Russian Federation
Some of the most pressing health problems of the industrial society are the damage and degeneration of articu- lar cartilage associated with the limited capacity of tissues to regenerate. The review describes the existing and developing technologies for the recovery and replacement of damaged joint cartilage tissue. The results obtained are analyzed covering two major areas: the stimulation of regeneration of damaged cartilage tissue and the gro- wing of cartilage tissue elements in bioreactors.
Key words: articular cartilage, cell and tissue-engineering, regenerative medicine, bioreactors.
Key words: articular cartilage, cell and tissue-engineering, regenerative medicine, bioreactors.
ВВЕДЕНИЕ
Болезни, связанные с поражением хрящевой тка- ни сустава – важнейшая проблема здравоохранения, особенно в странах с высокой продолжительностью жизни.
Выделяют три типа хрящевой ткани (эластический, волокнистый и гиалиновый), различающиеся по биохимическому составу и структуре внеклеточного матрикса (ВКМ), определяющих механические свойства и локализацию этого вида соединительной ткани в организме [1].
Наиболее распространённым в организме яв- ляется третий тип – гиалиновый хрящ с его уни- кальными механическими и функциональными свойствами [2, 3], что обусловлено его особой структурой – переплетенными волокнами колла- гена II типа в комбинации с высоким содержанием протеогликанов. Гиалиновый хрящ участвует в образовании наружного носа, трахеи, бронхов и большинства суставов. Суставной хрящ взрослого человека имеет ограниченные возможности вос- становления как после дегенеративных и ревматических заболеваний, так и после травматических повреждений [4]. В настоящее время в широкой клинической практике надежных методов лечения поврежденных суставных хрящей, обеспечиваю- щих длительный терапевтический эффект, нет.
Описанная ситуация явилась движущей силой многочисленных исследований по разработке но- вых подходов к восстановлению поврежденных хрящевых тканей, в том числе основанных на ис- пользовании технологий тканевой инженерии и ре- генеративной медицины [5]. Отсутствие кровоснабжения и низкий уровень метаболизма из-за малого количества клеток в еди- нице объема ткани приводят к тому, что полноцен- ная репаративная регенерация суставного хряща возможна лишь при небольших по площади по- вреждениях [6]. Известен ряд хирургических методов для вос- становления поврежденных хрящевых тканей суставов (табл. 1) [5, 7–14]. Целью данного обзора является анализ состоя- ния и перспектив исследований, направленных на разработку и экспериментально-клиническое при- менение клеточно- и тканеинженерных конструкций для восстановления поврежденного суставного хряща или полной его замены.
Выделяют три типа хрящевой ткани (эластический, волокнистый и гиалиновый), различающиеся по биохимическому составу и структуре внеклеточного матрикса (ВКМ), определяющих механические свойства и локализацию этого вида соединительной ткани в организме [1].
Наиболее распространённым в организме яв- ляется третий тип – гиалиновый хрящ с его уни- кальными механическими и функциональными свойствами [2, 3], что обусловлено его особой структурой – переплетенными волокнами колла- гена II типа в комбинации с высоким содержанием протеогликанов. Гиалиновый хрящ участвует в образовании наружного носа, трахеи, бронхов и большинства суставов. Суставной хрящ взрослого человека имеет ограниченные возможности вос- становления как после дегенеративных и ревматических заболеваний, так и после травматических повреждений [4]. В настоящее время в широкой клинической практике надежных методов лечения поврежденных суставных хрящей, обеспечиваю- щих длительный терапевтический эффект, нет.
Описанная ситуация явилась движущей силой многочисленных исследований по разработке но- вых подходов к восстановлению поврежденных хрящевых тканей, в том числе основанных на ис- пользовании технологий тканевой инженерии и ре- генеративной медицины [5]. Отсутствие кровоснабжения и низкий уровень метаболизма из-за малого количества клеток в еди- нице объема ткани приводят к тому, что полноцен- ная репаративная регенерация суставного хряща возможна лишь при небольших по площади по- вреждениях [6]. Известен ряд хирургических методов для вос- становления поврежденных хрящевых тканей суставов (табл. 1) [5, 7–14]. Целью данного обзора является анализ состоя- ния и перспектив исследований, направленных на разработку и экспериментально-клиническое при- менение клеточно- и тканеинженерных конструкций для восстановления поврежденного суставного хряща или полной его замены.
ТЕХНОЛОГИИ ВОССТАНОВЛЕНИЯ И ЗАМЕЩЕНИЯ ПОВРЕЖДЕННЫХ ХРЯЩЕВЫХ ТКАНЕЙ
Существует два основных подхода к использованию клеточно- или тканеинженерных конструкций (КИК и ТИК соответственно), относящихся к биомедицинским клеточным продуктам, для лечения различных патологических состояний хрящевой ткани. В обоих случаях для создания КИК хряще- вой ткани клеточный компонент предварительно культивируют in vitro на трехмерном биорезорбируемом/биодеградируемом матриксе (рис. 1 и 2). Один из подходов – стимулирование регенерации поврежденного хряща путем имплантации in situ КИК хрящевой ткани, состоящей из биорезорбируемого матрикса, аутологичных хондроцитов (АХ) и/или стволовых клеток, а также индукционной хондрогенной среды, содержащей необходимые сигнальные биомолекулы (рис. 1).
Второй подход заключается в формировании ТИК хряща в биореакторе (рис. 2), обеспечивающей in vitro необходимые условия (микроокружение, ниша) для жизнедеятельности, дифференцировки и пролиферации для клеточной компоненты КИК хрящевой ткани. Полученные в биореакторе ТИК хрящевой ткани при необходимости моделируют с последующей имплантацией пациенту для полной или частичной замены поврежденного хряща.
При использовании КИК хрящевой ткани для стимулирования регенерации поврежденного хря- ща основная функция матрикса сводится к доставке и удержанию клеток в месте повреждения хряща, а также обеспечению клеткам условий для их жизнедеятельности в течение времени, достаточного для запуска процессов восстановления хрящевой ткани.
При создании КИК хряща в биореакторе матрикс играет роль временного искусственного внеклеточного матрикса, обеспечивающего вместе с сигнальными биомолекулами необходимые условия как для пролиферации и дифференцировки стволовых клеток, так для синтеза дифференцированных клеток собственного внеклеточного матрикса (ВКМ). Рассмотрим имеющиеся результаты по этим двум направлениям.
Второй подход заключается в формировании ТИК хряща в биореакторе (рис. 2), обеспечивающей in vitro необходимые условия (микроокружение, ниша) для жизнедеятельности, дифференцировки и пролиферации для клеточной компоненты КИК хрящевой ткани. Полученные в биореакторе ТИК хрящевой ткани при необходимости моделируют с последующей имплантацией пациенту для полной или частичной замены поврежденного хряща.
При использовании КИК хрящевой ткани для стимулирования регенерации поврежденного хря- ща основная функция матрикса сводится к доставке и удержанию клеток в месте повреждения хряща, а также обеспечению клеткам условий для их жизнедеятельности в течение времени, достаточного для запуска процессов восстановления хрящевой ткани.
При создании КИК хряща в биореакторе матрикс играет роль временного искусственного внеклеточного матрикса, обеспечивающего вместе с сигнальными биомолекулами необходимые условия как для пролиферации и дифференцировки стволовых клеток, так для синтеза дифференцированных клеток собственного внеклеточного матрикса (ВКМ). Рассмотрим имеющиеся результаты по этим двум направлениям.
Технологии стимулирования регенерации поврежденной хрящевой ткани
В связи с ограниченными возможностями восстановления суставного хряща взрослого человека практически все работы по стимулированию процессов регенерации поврежденной хрящевой ткани направлены именно на разработку способов лечения заболеваний суставов [4].
Остеоартроз (ОА) – заболевание периферических и/или центральных (позвоночных) суставов с деструкцией суставного хряща и дегенеративными изменениями в эпифизах сочленяющихся костей, с формированием субхондральных костных кист и краевых костных разрастаний [15]. В основе забо- левания лежит изнашивание, истончение и гибель суставного хряща с выпадением его амортизацион- ной функции. Заболеваемость ОА в России занима- ет лидирующее место среди болезней суставов и наблюдается практически во всех возрастных груп- пах [15]. Распространенность ОА в нашей стране составляет более 20 на 1000 населения в возраст- ной группе от 18 лет и старше. Ежегодно в России регистрируется около 600 тыс. новых случаев ОА. Прогнозируют, что к 2020 г. встречаемость ОА в популяции может достичь 57%. При этом наблюдает- ся тенденция роста заболеваемости за счет возраст- ной группы моложе 45 лет. В настоящее время в широкой клинической практике надежных методов лечения ОА, обеспечивающих длительный терапев- тический эффект, нет. Описанная ситуация явилась движущей силой многочисленных исследований по разработке но- вых подходов к лечению дефектов хрящевых тка- ней, основанных на использовании технологий тка- невой инженерии и регенеративной медицины [5].
В последнее время для лечения дефектов хря- щевой ткани суставов разработан ряд биомедицин- ских клеточных продуктов, представляющих собой либо суспензию клеток, как правило, аутологичных хондроцитов (АХ), либо КИК, состоящих из АХ на биодеградируемом носителе (синонимы: мат- рикс, скаффолд) разнообразной природы (табл. 2) [16–19].
В связи с ограниченными возможностями восстановления суставного хряща взрослого человека практически все работы по стимулированию процессов регенерации поврежденной хрящевой ткани направлены именно на разработку способов лечения заболеваний суставов [4].
Остеоартроз (ОА) – заболевание периферических и/или центральных (позвоночных) суставов с деструкцией суставного хряща и дегенеративными изменениями в эпифизах сочленяющихся костей, с формированием субхондральных костных кист и краевых костных разрастаний [15]. В основе забо- левания лежит изнашивание, истончение и гибель суставного хряща с выпадением его амортизацион- ной функции. Заболеваемость ОА в России занима- ет лидирующее место среди болезней суставов и наблюдается практически во всех возрастных груп- пах [15]. Распространенность ОА в нашей стране составляет более 20 на 1000 населения в возраст- ной группе от 18 лет и старше. Ежегодно в России регистрируется около 600 тыс. новых случаев ОА. Прогнозируют, что к 2020 г. встречаемость ОА в популяции может достичь 57%. При этом наблюдает- ся тенденция роста заболеваемости за счет возраст- ной группы моложе 45 лет. В настоящее время в широкой клинической практике надежных методов лечения ОА, обеспечивающих длительный терапев- тический эффект, нет. Описанная ситуация явилась движущей силой многочисленных исследований по разработке но- вых подходов к лечению дефектов хрящевых тка- ней, основанных на использовании технологий тка- невой инженерии и регенеративной медицины [5].
В последнее время для лечения дефектов хря- щевой ткани суставов разработан ряд биомедицин- ских клеточных продуктов, представляющих собой либо суспензию клеток, как правило, аутологичных хондроцитов (АХ), либо КИК, состоящих из АХ на биодеградируемом носителе (синонимы: мат- рикс, скаффолд) разнообразной природы (табл. 2) [16–19].
Заметим, что свойства созданной с помощью клеточных технологий хрящевой ткани определяются многими параметрами, в том числе источником клеток, типом скаффолда для прикрепления клеток, методом посева клеток, составом культуральной среды, доступом питательных веществ, факторами дифференцировки и механической стимуляцией [20, 21].
В зависимости от медицинских показаний воз- можно использование хондроцитов, мультипотентных мезенхимальных стволовых клеток (ММСК) из различных источников (в основном из костного мозга (КМ) и жировой ткани (ЖТ), клеток-пред- шественников из надкостницы и надхрящницы или генетически-модифицированных клеток [22–25].
Методы клеточной трансплантации и матриксной (на носителе) имплантации АХ не лишены недостатков [26, 27]. Основными из них являются травматичность биопсии здорового участка хряща и возможность дедифференцировки хондроцитов в условиях in vitro, включая фибробластоподобную перестройку. Кроме того, трансплантированные в суспензии или имплантированные на матриксе АХ часто формируют волокнистый, а не гиалиновый хрящ, что приводит только к частичному восстановлению хрящевой ткани. Известно, что культивируемые в монослое хондроциты имеют тенденцию вырабатывать преимущественно коллаген I типа и терять способность образовывать внеклеточный матрикс (ВКМ) [28, 29]. В связи с этим в качестве альтернативы исследуется вариант замены АХ на ММСК, которые обладают мультилинейным потенциалом дифференцировки в адипогенном, остеогенном и хондрогенном направлениях [30, 31].
Впоследнее время для получения эквивалента хрящевой ткани разрабатывают КИК с применением биодеградируемых трехмерных полимерных матриксов различной природы в виде гидрогелей, губок или волокнистых сеток [32, 33]. Отметим, что благодаря сходной с природным ВКМ структурой большой интерес представляют полученные методом электроспиннинга скаффолды, образованные из полимерных нано- и микроволокон [34, 35]. Среди природных полимеров для изготовления матриксов можно выделить коллаген I и II типа, гиалуроновую кислоту, фибрин, альгинат, желатин и хитозан [32]. Показано, что скаффолды на основе коллагена и гиалуроновой кислоты поддерживают хондрогенную дифференцировку стволовых клеток [30, 36].
Наибольший, с нашей точки зрения, интерес представляют собой матриксы из многокомпонентных гидрогелей, получаемых из внеклеточного мат- рикса тканей сельскохозяйственных животных, и от- носящихся к так называемым биомиметикам ВМК, обеспечивающих сходные с ВМК микроокружение для роста клеток [37]. К таким биомиметикам ВКМ относится биополимерный микроструктурированный коллагенсодержащий гидрогель (БМКГ-мат- рикс) – многокомпонентный продукт из природных соединений [38]. Функциональная эффективность БМКГ-матрикса была доказана, например, при ле- чении гонартроза и травматических повреждениях периферических нервов [39, 40].
Схожими биостимулирующими свойствами об- ладают матриксы, полученные из натурального хряща физическими и химическими методами децеллюляризации [41, 42]. Таким образом, естественный матрикс хряща может служить временным каркасом и одновременно быть стимулом для тканевой регенерации [43]. Предполагается, что создание композитного скаффолда из децеллюляризированного хряща и биоматериала может повысить биомеханическую прочность ткани [44].
Кроме природных полимеров для создания КИК привлекают биодеградируемые синтетические трехмерные матриксы на основе полимолочной, полигликолевой кислот, полиэтиленоксида, поли- ангидрида и олиго-поли(этиленгликоль)-фумарата, PuraMatrix™ – гидрогеля на основе синтетических пептидов и т. д. [45, 46]. Также применяют синтетические матриксы из полимолочной и полигликолевой кислот. Важным параметром скаффолдов для ТИК является их пористость [47].
Таким образом, одним из перспективных под- ходов к лечению ОА является стимулирование восстановительных процессов поврежденного сус- тавного хряща путем введения in situ биомедицинского клеточного продукта в виде КИК хрящевой ткани, включающей в себя следующие компоненты [48, 49]:
В зависимости от медицинских показаний воз- можно использование хондроцитов, мультипотентных мезенхимальных стволовых клеток (ММСК) из различных источников (в основном из костного мозга (КМ) и жировой ткани (ЖТ), клеток-пред- шественников из надкостницы и надхрящницы или генетически-модифицированных клеток [22–25].
Методы клеточной трансплантации и матриксной (на носителе) имплантации АХ не лишены недостатков [26, 27]. Основными из них являются травматичность биопсии здорового участка хряща и возможность дедифференцировки хондроцитов в условиях in vitro, включая фибробластоподобную перестройку. Кроме того, трансплантированные в суспензии или имплантированные на матриксе АХ часто формируют волокнистый, а не гиалиновый хрящ, что приводит только к частичному восстановлению хрящевой ткани. Известно, что культивируемые в монослое хондроциты имеют тенденцию вырабатывать преимущественно коллаген I типа и терять способность образовывать внеклеточный матрикс (ВКМ) [28, 29]. В связи с этим в качестве альтернативы исследуется вариант замены АХ на ММСК, которые обладают мультилинейным потенциалом дифференцировки в адипогенном, остеогенном и хондрогенном направлениях [30, 31].
Впоследнее время для получения эквивалента хрящевой ткани разрабатывают КИК с применением биодеградируемых трехмерных полимерных матриксов различной природы в виде гидрогелей, губок или волокнистых сеток [32, 33]. Отметим, что благодаря сходной с природным ВКМ структурой большой интерес представляют полученные методом электроспиннинга скаффолды, образованные из полимерных нано- и микроволокон [34, 35]. Среди природных полимеров для изготовления матриксов можно выделить коллаген I и II типа, гиалуроновую кислоту, фибрин, альгинат, желатин и хитозан [32]. Показано, что скаффолды на основе коллагена и гиалуроновой кислоты поддерживают хондрогенную дифференцировку стволовых клеток [30, 36].
Наибольший, с нашей точки зрения, интерес представляют собой матриксы из многокомпонентных гидрогелей, получаемых из внеклеточного мат- рикса тканей сельскохозяйственных животных, и от- носящихся к так называемым биомиметикам ВМК, обеспечивающих сходные с ВМК микроокружение для роста клеток [37]. К таким биомиметикам ВКМ относится биополимерный микроструктурированный коллагенсодержащий гидрогель (БМКГ-мат- рикс) – многокомпонентный продукт из природных соединений [38]. Функциональная эффективность БМКГ-матрикса была доказана, например, при ле- чении гонартроза и травматических повреждениях периферических нервов [39, 40].
Схожими биостимулирующими свойствами об- ладают матриксы, полученные из натурального хряща физическими и химическими методами децеллюляризации [41, 42]. Таким образом, естественный матрикс хряща может служить временным каркасом и одновременно быть стимулом для тканевой регенерации [43]. Предполагается, что создание композитного скаффолда из децеллюляризированного хряща и биоматериала может повысить биомеханическую прочность ткани [44].
Кроме природных полимеров для создания КИК привлекают биодеградируемые синтетические трехмерные матриксы на основе полимолочной, полигликолевой кислот, полиэтиленоксида, поли- ангидрида и олиго-поли(этиленгликоль)-фумарата, PuraMatrix™ – гидрогеля на основе синтетических пептидов и т. д. [45, 46]. Также применяют синтетические матриксы из полимолочной и полигликолевой кислот. Важным параметром скаффолдов для ТИК является их пористость [47].
Таким образом, одним из перспективных под- ходов к лечению ОА является стимулирование восстановительных процессов поврежденного сус- тавного хряща путем введения in situ биомедицинского клеточного продукта в виде КИК хрящевой ткани, включающей в себя следующие компоненты [48, 49]:
- биодеградируемый биополимерный матрикс с биостимулирующими свойствами, выполняю- щий роль временного биоискусственного внеклеточного матрикса;
- ММСК, выделенные из эндогенных источников у пациента (аутологичные клетки) или от доноров (аллогенные клетки) и способные формировать функционирующий ВКМ;
- биоактивные молекулы (цитокины, факторы роста), стимулирующие пролиферативный и дифференцировочный потенциал ММСК.
Исследование функциональной эффективности КИК хрящевой ткани человека для регенерации сус- тавного хряща было проведено на экспериментальной модели адъювантного артрита (кролики-самки Советская шиншилла) с дальнейшим развитием в ОА в сочетании с клиническими, биохимическими, рентгенологическими и гистохимическими иссле- дованиями (рис. 3) [52].
На 90-е сутки модели ОА обнаружено, что внутрисуставное введение описанного матрикса с МСК ЖТ человека в левый коленный сустав (n = 3) че- рез 30 суток после моделирования ОА (рис. 3, б), в отличие от правого сустава (отрицательный конт- роль, n = 3), рис. 3, а, стимулирует процессы восстановления структуры хрящевой ткани. Наблюдается формирование «колонок» хондроцитов, появление во внутриклеточном матриксе изогенных групп и восстановление его структуры. Можно предполо- жить, что регенерационная активность КИК хря- щевой ткани человека обусловлена их активирую- щим действием на процессы миграции стволовых клеток из окружающих тканей в зону поражения с последующей их дифференцировкой. Заметим, по данным рентгенологических исследований нельзя было судить ни о динамике развития ОА коленных суставов, ни о процессах репаративной регенерации гиалинового хряща при внутрисуставном вве- дении биомедицинского клеточного продукта КИК хрящевой ткани человека. В литературе описаны методы тканевой инже- нерии хряща, не требующие скаффолда. В этом случае развитие новой ткани происходит лишь под действием гипоксии, факторов роста, связывающего агента лизилоксидазы и биомеханической стимуляции, как правило, гидростатического давления [53–57].
Отметим, что технологии применения КИК хря- щевой ткани как биомедицинского клеточного про- дукта для регенерации поврежденного суставного хряща не решает проблему создания биоискусственных хрящевых имплантатов для заместительной и реконструктивной хирургии.
Структурные особенности многокомпонентного ВКМ хряща позволяют ему выдерживать высокие нагрузки. Для формирования такой организации in vitro необходимы условия, включающие определенные механические воздействия, которые можно обеспечить только в специализированных устройствах – биореакторах [58].
Выращивание элементов хрящевой ткани в биореакторах
Хрящевые составляющие опорно-двигательного аппарата человека подвергаются воздействию био- механических сил, таких как направленное сжатие, растяжение, сила сдвига, гидростатическое давле- ние, электрический градиент и изменение рН [59]. Динамические процессы, происходящие в хряще под действием описанных факторов, являются не только результатом структурных и химических свойств ткани, но и определяют ее морфологические особенности.
На 90-е сутки модели ОА обнаружено, что внутрисуставное введение описанного матрикса с МСК ЖТ человека в левый коленный сустав (n = 3) че- рез 30 суток после моделирования ОА (рис. 3, б), в отличие от правого сустава (отрицательный конт- роль, n = 3), рис. 3, а, стимулирует процессы восстановления структуры хрящевой ткани. Наблюдается формирование «колонок» хондроцитов, появление во внутриклеточном матриксе изогенных групп и восстановление его структуры. Можно предполо- жить, что регенерационная активность КИК хря- щевой ткани человека обусловлена их активирую- щим действием на процессы миграции стволовых клеток из окружающих тканей в зону поражения с последующей их дифференцировкой. Заметим, по данным рентгенологических исследований нельзя было судить ни о динамике развития ОА коленных суставов, ни о процессах репаративной регенерации гиалинового хряща при внутрисуставном вве- дении биомедицинского клеточного продукта КИК хрящевой ткани человека. В литературе описаны методы тканевой инже- нерии хряща, не требующие скаффолда. В этом случае развитие новой ткани происходит лишь под действием гипоксии, факторов роста, связывающего агента лизилоксидазы и биомеханической стимуляции, как правило, гидростатического давления [53–57].
Отметим, что технологии применения КИК хря- щевой ткани как биомедицинского клеточного про- дукта для регенерации поврежденного суставного хряща не решает проблему создания биоискусственных хрящевых имплантатов для заместительной и реконструктивной хирургии.
Структурные особенности многокомпонентного ВКМ хряща позволяют ему выдерживать высокие нагрузки. Для формирования такой организации in vitro необходимы условия, включающие определенные механические воздействия, которые можно обеспечить только в специализированных устройствах – биореакторах [58].
Выращивание элементов хрящевой ткани в биореакторах
Хрящевые составляющие опорно-двигательного аппарата человека подвергаются воздействию био- механических сил, таких как направленное сжатие, растяжение, сила сдвига, гидростатическое давле- ние, электрический градиент и изменение рН [59]. Динамические процессы, происходящие в хряще под действием описанных факторов, являются не только результатом структурных и химических свойств ткани, но и определяют ее морфологические особенности.
Биореакторы – аппараты, способные повысить качество хрящевых имплантатов за счет создания in vitro условий, максимально приближенных к естественным [60, 61]. В связи с этим описываемые устройства должны обеспечивать физиологическую нагрузку на хондроциты, а также, улучшить пита- ние клеток, транспорт к ним газов и выведение про- дуктов обмена веществ [62]. Основные типы конс- трукций биореакторов приведены на рис. 4 [63, 64]. Большинство существующих биореакторов для создания хрящевой ткани основаны на имитации механических нагрузок в суставе in vivo. К ним относятся системы, основанные на действии силы сдвига, гидростатического давления, растяжения, сжатия, перфузии [63, 65]. Также созданы конструкции, в которых в качестве стимулов при культивировании КИК хрящевой ткани используют элект- рическое поле, ультразвук и центробежную силу. Кроме того, можно выделить системы, основанные на комбинации вышеперечисленных воздействий.
Несмотря на различия объектов исследования и режимов нагрузки, анализ литературных данных позволил выявить основные эффекты, обусловлен- ные видом воздействия (табл. 3).
Культуры клеток обычно изучают в подобных системах для установления последствий описанных воздействий и подбора режимов работы, тогда как КИК культивируют уже в качестве функциональной замены ткани. Стандартные условия культивирова- ния для хрящевой ткани: температура 37 °С, отно- сительная влажность 90–100%, содержание в газо- вой смеси CO2 – 5% и О2 – 20%.
Имеющийся основной экспериментальный опыт применения биореакторов при создании ТИК сус- тавного хряща суммирован в табл. 4.
Несмотря на различия объектов исследования и режимов нагрузки, анализ литературных данных позволил выявить основные эффекты, обусловлен- ные видом воздействия (табл. 3).
Культуры клеток обычно изучают в подобных системах для установления последствий описанных воздействий и подбора режимов работы, тогда как КИК культивируют уже в качестве функциональной замены ткани. Стандартные условия культивирова- ния для хрящевой ткани: температура 37 °С, отно- сительная влажность 90–100%, содержание в газо- вой смеси CO2 – 5% и О2 – 20%.
Имеющийся основной экспериментальный опыт применения биореакторов при создании ТИК сус- тавного хряща суммирован в табл. 4.
Системы, основанные на применении силы сдвига
Одна из основных сил, воздействующих на ткань – сила сдвига, создаваемая сжатием синови- альной жидкости гладкими поверхностями хряща при движении сустава. На силу сдвига ткань реаги- рует деформацией без изменения объема, создания градиента давления и потока жидкости. Верхняя зона хряща реагирует гибко и способна смещаться по вертикали до 15%, погруженные в этот слой хон- дроциты изменяют форму в соответствии с векто- ром приложенной силы.
Создавать силу сдвига в биореакторах можно разными способами. Самый простой – зафиксиро- вать в орбитальном шейкере стандартные чашки Петри [63, 106]. Однако чаще применяют другой подход – культивирование во вращающейся колбе или в сосуде с магнитной мешалкой [68, 107]. При этом используемые клеточно-полимерные конс- трукции должны быть закреплены внутри емкости, или хондроциты должны быть прекультивированы на микроносителях. В пористых микроносителях сила сдвига способна достичь только клеток, расту- щих на поверхности, тогда как при отсутствии пор механический стимул воздействует на всю популя- цию. Многие группы ученых использовали в своих устройствах силу сдвига, создаваемую орбиталь- ным шейкером или вращающейся колбой [69–71, 107–109].
Пример технически более сложной системы, созданной на основе вращающегося сосуда, – вы- полненный из поликарбоната реактор диаметром 5,75 см и объемом 110 мл. Он вращался вокруг сво- ей центральной оси со скоростью 15–30 оборотов в минуту для поддержания флоатирования конс- трукций в суспензии. Для предотвращения утечки культуральной среды сосуд был полностью закрыт и не сообщался с окружающей воздушной средой. Газовая смесь, содержащая 10% CO2, доставлялась через располагавшийся в центре вращающегося сосуда полый цилиндр диаметром 2 см, закрытый газопроницаемой силиконовой мембраной, кото- рый был неподвижен, создавая ламинарный поток и силу сдвига. Вся система находилась в камере с контролируемой температурой.
Системы, основанные на перфузии
Перфузия жидкости через КИК в условиях in vitro обуславливает два типа физических воздейс- твий одновременно – силу сдвига и гидростатиче- ское давление [110].В системах перфузии важно прочно закрепить культивируемые клетки, предотвращая их попада- ние в поток культуральной среды. Это может быть достигнуто встраиванием клеток в полимерный матрикс и инкапсуляцией. Обе технологии были применены в перфузионной системе, где клетки вначале вводили в полимерный матрикс, а затем до- полнительно окружали агарозной капсулой. Такие конструкции культивировали в стеклянном реак- торе цилиндрической формы, заполненном культу- ральной средой. Среда проходила через помещен- ный в стандартный клеточный инкубатор реактор однонаправленно. Предусмотренные конструкцией стерильные фильтры в резервуаре со средой обеспечивали газообмен с окружающей атмосферой.
Также была предложена интересная конструкция проточного биореактора, состоящего из трех отделений. Верхний отсек включал канал шириной 1,25 мм, через который питательная среда протека- ла из резервуара в шприцевой насос (New Era Pump Systems Inc, США). Емкость с культуральной средой через стерильные фильтры сообщалась с ат- мосферой в инкубаторе, в который помещали все устройство. В средний отсек глубиной 2 мм помещали свиные хондроциты, заселенные в агарозный гель, а в нижний глубиной 4 мм – агарозный гель без клеток для поддержания гидратации ТИК и ее закрепления [78]. Известна схожая система, но с замкнутой системой циркуляции среды [79].
Перфузию среды в замкнутой системе использовали и в другой конструкции биореактора. Эта система включала пять небольших камер для культивирования, выполненных из поликарбоната, каждая объемом 1,5 мл. Все пять камер устанавливали параллельно и пропускали через них поток культуральной среды за счет работы одного перистальти- ческого насоса. Отметим, что наибольшее количество исследований, включающих механическое воздействие на клетки с целью получения материала для регенеративной медицины суставного хряща, приходится именно на замкнутые перфузионные биореакторы, в которых проще обеспечивать условия стерильности [83–85, 111, 112].
Описана улучшенная модель проточного биореактора, позволяющая пропускать питательную среду через ячейку с ТИК в двух направлениях [86]. Известна система биореактора, включающая блок автоматического заселения клетками 3D-скаффол- дов [113]. В состав этого устройства входили две стеклянные колонки, каждая из которых содержа- ла полисульфон-тефлоновую камеру высотой 4 мм и диаметром 8 мм, соединенных в нижней части U-образной трубкой. Оптические сенсоры, находящиеся на верхнем уровне каждой стеклянной колонки, оценивали клеточную суспензию и пе- реключали направление потока. Такой биореактор был сконструирован для пористых керамических матриц, пен или сеток, заселенных хондроцитами или ММСК [113].
Постоянная замена культуральной среды при перфузии позволяет наиболее эффективно в сравнении с другими системами обеспечивать транспорт питательных веществ и газов к клеткам, а также выведение от них продуктов обмена веществ [114]. При этом небольшая скорость потока позволяет создавать силу сдвига и гидростатическое давление на хондроциты, схожие с физиологическими при перемещении синовиальной жидкости во время движения сустава.
Системы, основанные на растяжении
Была предложена система биореактора, в которой создание небольшого гидростатического дав- ления приводило к возникновению сил растяжения. Сложное устройство обеспечивало тесную взаимо- связь обоих типов нагрузки. Хондроциты росли в монослое и покрывали дно чашки Петри, которую помещали в камеру с давлением. При этом газовая фаза взаимодействовала с обеими сторонами чаш- ки. Объем газовой фазы под чашкой был значимо меньше, чем над ней, а соединялись они лишь через небольшое отверстие. Два клапана контролировали вход и выход в описываемую камеру из смеж- ной герметичной. При давлении извне давление над чашкой быстро возрастало, причем в первые мгновения оно было чуть выше, чем позже при ус- тановлении равновесия. Это короткое, но неравно- мерное распределение давления было обусловлено относительной недоступностью пространства под чашкой Петри, куда изменение давления приходит позже. Будучи выполнена из гибкого материала, пластиковая чашка Петри прогибалась и вызывала растяжение дна, на котором был установлен дат- чик деформации, определяющий силы растяжения. В результате описанных воздействий прикреплен- ные ко дну клетки тоже растягивались [87].
В другом устройстве воздействию сил растяже- ния подвергались лишь устойчивые мультислойные культуры. Система представляла собой видоизме- ненный инкубатор для культивирования клеток. Хондроциты предварительно культивировали до образования монослоя, затем переносили в пласти- ковую колбу, которую одним концом прикрепляли к стационарному зажиму, а другим – к подвижному. Ось вращения соединялась с подвижным зажимом, что позволяло системе создавать движения различ- ных амплитуд и скоростей [63].
Также существует система направленного рас- тяжения клеток для коммерческой продажи. В ней клетки предварительно культивировали в 96-луноч- ном планшете, покрытым коллагеном I типа, а соот- ветствующий привод задавал режимы растяжения. К преимуществам этого устройства можно отнести автоматизацию и возможность одновременного ис- следования множества образцов [88].
Системы, основанные на гидростатическом давлении
Системы, основанные на гидростатическом давлении, имеют более простую конструкцию, чем биореакторы предыдущей группы. В одном из пер- вых таких устройств образец помещали в обычную пластиковую пробирку с культуральной средой. Га- зовая фаза, находящаяся в пробирке выше среды, соединялась с барокамерой. Барокамера содержала два электромагнитных клапана, управляющих вхо- дом и выходом газовой смеси, что позволяло изме- нять давление в пробирке. Таким образом, в описан- ной системе газовая фаза передавала создаваемое в барокамере давление на среду, содержащую обра- зец. Основным недостатком этой простой конструк- ции биореактора является хрупкость компонентов, способных выдержать лишь небольшие величины давления [63].
В последующих системах культуральная сре- да подвергалась непосредственному воздействию, без передатчика – газовой фазы. В одном из таких устройств основной частью был стальной сосуд объемом 0,5 л, соединенный с насосом, способным создавать различные режимы давления до 50 МПа. Сосуд полностью заполнялся водой, а в его верхней части располагался шприц. При сжатии насосом воды внутри стального сосуда поршень, двигаясь, передавал гидростатическое давление на культу- ральную среду с образцом, помещенную в шприц. Использование стального сосуда позволило при- менять высокие нагрузки, даже выше возможных in vivo.
Другая, более сложная система обеспечивала воз- действие давления на образец, находящийся в чаш- ках Петри. Чашка Петри с образцом и средой плот- но закрывалась непроницаемой для газа и жидкости гибкой мембраной и закреплялась внутри заполнен- ной теплой водой стальной барокамеры. Гидравли- ческий насос создавал гидростатическое давление, которое передавалось через гибкую мембрану на среду с хондроцитами, культивированными на об- работанных поли-L-лизином пластиковых чашках. Клапаны гидравлической системы позволяли со- здавать различное давление. Преимуществом такой системы является возможность создания высокого давления, сопровождающаяся точным контролем. Существенный недостаток такого биореактора, как и других, основанных на воздействии гидростати- ческого давления, – отсутствие возможности смены среды и контролируемой подачи газовой смеси.
Сконструирован также биореактор с небольшим поршнем, который перемещается вверх и вниз пер- пендикулярно КИК в заполненной жидкостью ка- мере. Жидкость, вытесненная поршнем, в течение двух суток создавала давление до 10 кПа и напряжение сдвига, стимулируя хондроциты и имитируя динамическую среду сустава [115].
Системы, основанные на сжатии
Считается, что сжатие хряща в одном направлении является основной нагрузкой в условиях in vivo [116].
Существуют системы для воздействия компрес- сией на КИК, которые можно разделить на четыре группы: создающие статическую компрессию, ди- намическую компрессию, динамическую сдвиговую деформацию и косвенную компрессию.
Самый простой биореактор первой группы обес- печивал одноосное сжатие одновременно в 24 об- разцах. КИК помещали в чашку, накрывали вкла- дышем, передающим нагрузку на конструкцию, а сверху устанавливали крышку с известной массой. Вторая группа включает биореактор, состоящий из двух планшетов на основе полисульфона. Он поз- волял одновременно культивировать 12 образцов ТИК. При этом 12 перпендикулярных распорок устанавливались так, чтобы в каждой лунке ТИК зажималась между двух поверхностей, расстояние между которыми определялось величиной сжима- ющей нагрузки и регулировалось толщиной про- кладки из политетрафторэтилена внутри планшета. ТИК помещались в культуральную среду, при этом пространство над средой было заполнено газовой смесью, что обеспечивало газообмен для клеток [63]. Важной модификацией этой системы было добавление автоматического механизма управле- ния со встроенными микрометрами, позволяюще- го создавать циклические нагрузки. Также была усовершенствована фиксация образцов, сделавшая возможным контроль деформации при нагрузке на субмикронном уровне. Объем системы увеличили до 24 образцов. Это первая из описанных систем, размеры которой не позволяли поместить ее в стандартный СО2-инкубатор для культивирования кле- ток. В связи с этим в устройство добавили теплооб- менник и блок контроля температуры. Кроме того, данная модель включала в себя блок для доставки стерильной газовой смеси в воздушное пространс- тво прибора. В этом биореакторе исследовали КИК, содержащие заселенные хондроцитами скаффолды из различных материалов и эксплантаты от разных видов животных [91].
Существуют также системы, позволяющие ис- пользовать стандартные 24-луночные планшеты. Один из таких биореакторов представлял собой ящик из полиметилметакрилата, помещенный в стандартный инкубатор. Планшет помещали внутрь биореактора. Автоматическое управление создава- ло компрессионную нагрузку на главной пластине, которая через распорки передавала компрессию на образцы в каждой лунке.
Другой коммерчески доступный биореактор был способен за счет пневматического поршня созда- вать циклические нагрузки. Давление передавалось на культивируемые в планшетах образцы за счет металлических штырей [117].
Кроме двух описанных выше моделей, подходя- щих для стандартных планшетов, существуют ана- логичные, создающие механическую компрессию скаффолдов с хондроцитами [92–94, 118, 119]. Все биореакторы этой группы основаны на одноосной компрессии и могут быть помещены в стандартный инкубатор. К ней относится модель [95], позволяю- щая менять и перемешивать культуральную среду в биореакторе, что позволяет проводить длительные эксперименты с КИК хрящевой ткани. Культураль- ная камера включала шесть лунок, центрированных под поршнями. Замена среды происходила через отверстие, соединенное с центральной лункой. Рас- положенная в ней магнитная мешалка обеспечивала перемешивание среды без контакта с КИК.
Также был разработан биореактор, в котором керамический шар для замены головки бедренной кости диаметром 32 мм вдавливался в заселенный клетками скаффолд и двигался вокруг перпендику- лярной ему оси. При этом динамическая компрессия возникала вдоль цилиндрической оси конструкций. Биореактор помещали в стандартный инкубатор [96, 97]. Биореакторы третьей группы систем, основан- ных на компрессии, позволили применять одно- временно прерывистые циклические силы сдвига и осевую деформацию [120, 121].
Значимым недостатком систем, обеспечиваю- щих компрессию, является установка внутри био- реактора вместе с клетками различных передатчи- ков давления, что существенно усложняет создание стерильности. Таким образом, в соответствии с нормами GMP использовать в медицине подобные потенциально нестерильные устройства нельзя, они подходят лишь для фундаментальных иссле- дований. Однако описана система, позволяющая обойти эту проблему и создать давление за счет привода, связанного с магнитом [101]. Предло- женная система позволяла одновременно сжимать
12 заселенных клетками скаффолдов диаметром 5 мм и высотой 4 мм, помещенных в стандартные центрифужные пробирки объемом 15 мл. В каждую пробирку добавляли 4 мл среды и помещали маг- нит, покрытый Teflon, весом 10 г, что вызывало 40% одноосную деформацию скаффолда. Недостаток этой системы, как и других основанных на комп- рессии, – отсутствие возможности замены среды во время нагрузки, что нарушает оптимальный обмен веществ и синтетические процессы, в том числе синтез ВКМ.
Системы, основанные на комбинации стимулов
Существуют системы, способные комбинировать высокое гидростатическое давление с перфузией в длительных экспериментах на заселенных клетка- ми 3D-скаффолдах. Такой является модифициро- ванная перфузионная система. Ее преимущество перед исходной состояло в создании как статичес- кого гидростатического давления, так и цикличес- кого [99]. Камера для культивирования схожего, но более сложного биореактора представляла собой стальной сосуд объемом 10 мл, в котором друг под другом в культуральной среде помещали несколь- ко клеточно-полимерных конструкций. Камера для культивирования могла полностью отделяться от перфузионной системы клапанами с пневмопри- водом. Вторая часть устройства, пневматический цилиндр с поршнем, могла передавать на среду с образцом давление до 13,5 Па. Таким образом, биореактор либо отделял камеру с образцом от перфузионной системы для воздействия гидроста- тического давления, либо пропускал через нее по- ток среды с питательными веществами. Подобный биореактор позволял создавать ТИК при различных режимах, схожих с условиями in vivo [100, 122].
Существует система, сочетающая сжатие с пер- фузией. Она предназначена для создания трехмер- ных КИК. При культивировании КИК располагалась в герметичном биореакторе, находясь под воздействием механических стимулов, схожих с подобными in vivo. Перфузия культуральной среды обуславливала возникновение сил сдвига и увели- чение метаболической активности клеток. При этом устанавливали в центре цилиндрического реактора пластину из поликарбоната так, чтобы она пред- ставляла собой границу между двумя отсеками. Че- рез нижний отсек со скоростью потока 0,5 мл/мин поступала питательная среда, верхняя же камера содержала отверстие для оттока среды и магнитный механизм, создающий сжатие. Магнит, покрытый Teflon, управляется движением другого магнита. Такая конфигурация устройства – бесконтактная нагрузка – имеет большое значение в работе биореактора: деформация создается без ущерба стерильности. Находящийся на периферии датчик деформации с высоким разрешением позволял оценивать силу, создаваемую движением магнита. Важно, что данный биоректор представлял собой замкнутую систему циркуляции культуральной среды, содержащей детекторы рН, рО2, рСО2, концентрации глюкозы и лактата, насосы и клапаны, позволяю- щие автоматически контролировать направление перфузии. Таким образом, описываемая система позволяла определять основные параметры в режиме реального времени без нарушения стерильноти [101].
Описано устройство, сочетающее возможность динамического сжатия с вращением [102]. Была предложена интересная конструкция био- реактора, позволяющая создавать как силу сдвига за счет перфузии культуральной среды, так и гид- ростатическое давление [103]. Гидростатическое давление создавалось при закрытии крана между камерой, содержащей скаффолд с клетками, и резервуаром, установленным после нее по ходу тече- ния жидкости.
Разработаны биореакторы, сочетающие ком- бинации перфузии и высокого гидростатического давления [99, 100, 103], сжатия и вращения [102], перфузии и сжатия [101], перфузии и центрифуги- рования, перфузии и ультразвука. Также клеточно- полимерные конструкции фиксировали в сосуде, наполовину заполненном культуральной средой для сочетания перфузии и вращающегося вала [123, 124].
Разработан механический биореактор, чтобы одновременно или по отдельности создавать сжатие и деформацию сдвига при различных режимах напряжения и частоты в контролируемой среде [125]. Заметим, что при движении сустава на клетки хрящевой ткани оказывает влияние целый комплекс физических сил, что указывает на большее прибли- жение условий для развития и роста хондроцитов внутри биореакторов, использующих комбинацию воздействий, к естественным.
Одна из основных сил, воздействующих на ткань – сила сдвига, создаваемая сжатием синови- альной жидкости гладкими поверхностями хряща при движении сустава. На силу сдвига ткань реаги- рует деформацией без изменения объема, создания градиента давления и потока жидкости. Верхняя зона хряща реагирует гибко и способна смещаться по вертикали до 15%, погруженные в этот слой хон- дроциты изменяют форму в соответствии с векто- ром приложенной силы.
Создавать силу сдвига в биореакторах можно разными способами. Самый простой – зафиксиро- вать в орбитальном шейкере стандартные чашки Петри [63, 106]. Однако чаще применяют другой подход – культивирование во вращающейся колбе или в сосуде с магнитной мешалкой [68, 107]. При этом используемые клеточно-полимерные конс- трукции должны быть закреплены внутри емкости, или хондроциты должны быть прекультивированы на микроносителях. В пористых микроносителях сила сдвига способна достичь только клеток, расту- щих на поверхности, тогда как при отсутствии пор механический стимул воздействует на всю популя- цию. Многие группы ученых использовали в своих устройствах силу сдвига, создаваемую орбиталь- ным шейкером или вращающейся колбой [69–71, 107–109].
Пример технически более сложной системы, созданной на основе вращающегося сосуда, – вы- полненный из поликарбоната реактор диаметром 5,75 см и объемом 110 мл. Он вращался вокруг сво- ей центральной оси со скоростью 15–30 оборотов в минуту для поддержания флоатирования конс- трукций в суспензии. Для предотвращения утечки культуральной среды сосуд был полностью закрыт и не сообщался с окружающей воздушной средой. Газовая смесь, содержащая 10% CO2, доставлялась через располагавшийся в центре вращающегося сосуда полый цилиндр диаметром 2 см, закрытый газопроницаемой силиконовой мембраной, кото- рый был неподвижен, создавая ламинарный поток и силу сдвига. Вся система находилась в камере с контролируемой температурой.
Системы, основанные на перфузии
Перфузия жидкости через КИК в условиях in vitro обуславливает два типа физических воздейс- твий одновременно – силу сдвига и гидростатиче- ское давление [110].В системах перфузии важно прочно закрепить культивируемые клетки, предотвращая их попада- ние в поток культуральной среды. Это может быть достигнуто встраиванием клеток в полимерный матрикс и инкапсуляцией. Обе технологии были применены в перфузионной системе, где клетки вначале вводили в полимерный матрикс, а затем до- полнительно окружали агарозной капсулой. Такие конструкции культивировали в стеклянном реак- торе цилиндрической формы, заполненном культу- ральной средой. Среда проходила через помещен- ный в стандартный клеточный инкубатор реактор однонаправленно. Предусмотренные конструкцией стерильные фильтры в резервуаре со средой обеспечивали газообмен с окружающей атмосферой.
Также была предложена интересная конструкция проточного биореактора, состоящего из трех отделений. Верхний отсек включал канал шириной 1,25 мм, через который питательная среда протека- ла из резервуара в шприцевой насос (New Era Pump Systems Inc, США). Емкость с культуральной средой через стерильные фильтры сообщалась с ат- мосферой в инкубаторе, в который помещали все устройство. В средний отсек глубиной 2 мм помещали свиные хондроциты, заселенные в агарозный гель, а в нижний глубиной 4 мм – агарозный гель без клеток для поддержания гидратации ТИК и ее закрепления [78]. Известна схожая система, но с замкнутой системой циркуляции среды [79].
Перфузию среды в замкнутой системе использовали и в другой конструкции биореактора. Эта система включала пять небольших камер для культивирования, выполненных из поликарбоната, каждая объемом 1,5 мл. Все пять камер устанавливали параллельно и пропускали через них поток культуральной среды за счет работы одного перистальти- ческого насоса. Отметим, что наибольшее количество исследований, включающих механическое воздействие на клетки с целью получения материала для регенеративной медицины суставного хряща, приходится именно на замкнутые перфузионные биореакторы, в которых проще обеспечивать условия стерильности [83–85, 111, 112].
Описана улучшенная модель проточного биореактора, позволяющая пропускать питательную среду через ячейку с ТИК в двух направлениях [86]. Известна система биореактора, включающая блок автоматического заселения клетками 3D-скаффол- дов [113]. В состав этого устройства входили две стеклянные колонки, каждая из которых содержа- ла полисульфон-тефлоновую камеру высотой 4 мм и диаметром 8 мм, соединенных в нижней части U-образной трубкой. Оптические сенсоры, находящиеся на верхнем уровне каждой стеклянной колонки, оценивали клеточную суспензию и пе- реключали направление потока. Такой биореактор был сконструирован для пористых керамических матриц, пен или сеток, заселенных хондроцитами или ММСК [113].
Постоянная замена культуральной среды при перфузии позволяет наиболее эффективно в сравнении с другими системами обеспечивать транспорт питательных веществ и газов к клеткам, а также выведение от них продуктов обмена веществ [114]. При этом небольшая скорость потока позволяет создавать силу сдвига и гидростатическое давление на хондроциты, схожие с физиологическими при перемещении синовиальной жидкости во время движения сустава.
Системы, основанные на растяжении
Была предложена система биореактора, в которой создание небольшого гидростатического дав- ления приводило к возникновению сил растяжения. Сложное устройство обеспечивало тесную взаимо- связь обоих типов нагрузки. Хондроциты росли в монослое и покрывали дно чашки Петри, которую помещали в камеру с давлением. При этом газовая фаза взаимодействовала с обеими сторонами чаш- ки. Объем газовой фазы под чашкой был значимо меньше, чем над ней, а соединялись они лишь через небольшое отверстие. Два клапана контролировали вход и выход в описываемую камеру из смеж- ной герметичной. При давлении извне давление над чашкой быстро возрастало, причем в первые мгновения оно было чуть выше, чем позже при ус- тановлении равновесия. Это короткое, но неравно- мерное распределение давления было обусловлено относительной недоступностью пространства под чашкой Петри, куда изменение давления приходит позже. Будучи выполнена из гибкого материала, пластиковая чашка Петри прогибалась и вызывала растяжение дна, на котором был установлен дат- чик деформации, определяющий силы растяжения. В результате описанных воздействий прикреплен- ные ко дну клетки тоже растягивались [87].
В другом устройстве воздействию сил растяже- ния подвергались лишь устойчивые мультислойные культуры. Система представляла собой видоизме- ненный инкубатор для культивирования клеток. Хондроциты предварительно культивировали до образования монослоя, затем переносили в пласти- ковую колбу, которую одним концом прикрепляли к стационарному зажиму, а другим – к подвижному. Ось вращения соединялась с подвижным зажимом, что позволяло системе создавать движения различ- ных амплитуд и скоростей [63].
Также существует система направленного рас- тяжения клеток для коммерческой продажи. В ней клетки предварительно культивировали в 96-луноч- ном планшете, покрытым коллагеном I типа, а соот- ветствующий привод задавал режимы растяжения. К преимуществам этого устройства можно отнести автоматизацию и возможность одновременного ис- следования множества образцов [88].
Системы, основанные на гидростатическом давлении
Системы, основанные на гидростатическом давлении, имеют более простую конструкцию, чем биореакторы предыдущей группы. В одном из пер- вых таких устройств образец помещали в обычную пластиковую пробирку с культуральной средой. Га- зовая фаза, находящаяся в пробирке выше среды, соединялась с барокамерой. Барокамера содержала два электромагнитных клапана, управляющих вхо- дом и выходом газовой смеси, что позволяло изме- нять давление в пробирке. Таким образом, в описан- ной системе газовая фаза передавала создаваемое в барокамере давление на среду, содержащую обра- зец. Основным недостатком этой простой конструк- ции биореактора является хрупкость компонентов, способных выдержать лишь небольшие величины давления [63].
В последующих системах культуральная сре- да подвергалась непосредственному воздействию, без передатчика – газовой фазы. В одном из таких устройств основной частью был стальной сосуд объемом 0,5 л, соединенный с насосом, способным создавать различные режимы давления до 50 МПа. Сосуд полностью заполнялся водой, а в его верхней части располагался шприц. При сжатии насосом воды внутри стального сосуда поршень, двигаясь, передавал гидростатическое давление на культу- ральную среду с образцом, помещенную в шприц. Использование стального сосуда позволило при- менять высокие нагрузки, даже выше возможных in vivo.
Другая, более сложная система обеспечивала воз- действие давления на образец, находящийся в чаш- ках Петри. Чашка Петри с образцом и средой плот- но закрывалась непроницаемой для газа и жидкости гибкой мембраной и закреплялась внутри заполнен- ной теплой водой стальной барокамеры. Гидравли- ческий насос создавал гидростатическое давление, которое передавалось через гибкую мембрану на среду с хондроцитами, культивированными на об- работанных поли-L-лизином пластиковых чашках. Клапаны гидравлической системы позволяли со- здавать различное давление. Преимуществом такой системы является возможность создания высокого давления, сопровождающаяся точным контролем. Существенный недостаток такого биореактора, как и других, основанных на воздействии гидростати- ческого давления, – отсутствие возможности смены среды и контролируемой подачи газовой смеси.
Сконструирован также биореактор с небольшим поршнем, который перемещается вверх и вниз пер- пендикулярно КИК в заполненной жидкостью ка- мере. Жидкость, вытесненная поршнем, в течение двух суток создавала давление до 10 кПа и напряжение сдвига, стимулируя хондроциты и имитируя динамическую среду сустава [115].
Системы, основанные на сжатии
Считается, что сжатие хряща в одном направлении является основной нагрузкой в условиях in vivo [116].
Существуют системы для воздействия компрес- сией на КИК, которые можно разделить на четыре группы: создающие статическую компрессию, ди- намическую компрессию, динамическую сдвиговую деформацию и косвенную компрессию.
Самый простой биореактор первой группы обес- печивал одноосное сжатие одновременно в 24 об- разцах. КИК помещали в чашку, накрывали вкла- дышем, передающим нагрузку на конструкцию, а сверху устанавливали крышку с известной массой. Вторая группа включает биореактор, состоящий из двух планшетов на основе полисульфона. Он поз- волял одновременно культивировать 12 образцов ТИК. При этом 12 перпендикулярных распорок устанавливались так, чтобы в каждой лунке ТИК зажималась между двух поверхностей, расстояние между которыми определялось величиной сжима- ющей нагрузки и регулировалось толщиной про- кладки из политетрафторэтилена внутри планшета. ТИК помещались в культуральную среду, при этом пространство над средой было заполнено газовой смесью, что обеспечивало газообмен для клеток [63]. Важной модификацией этой системы было добавление автоматического механизма управле- ния со встроенными микрометрами, позволяюще- го создавать циклические нагрузки. Также была усовершенствована фиксация образцов, сделавшая возможным контроль деформации при нагрузке на субмикронном уровне. Объем системы увеличили до 24 образцов. Это первая из описанных систем, размеры которой не позволяли поместить ее в стандартный СО2-инкубатор для культивирования кле- ток. В связи с этим в устройство добавили теплооб- менник и блок контроля температуры. Кроме того, данная модель включала в себя блок для доставки стерильной газовой смеси в воздушное пространс- тво прибора. В этом биореакторе исследовали КИК, содержащие заселенные хондроцитами скаффолды из различных материалов и эксплантаты от разных видов животных [91].
Существуют также системы, позволяющие ис- пользовать стандартные 24-луночные планшеты. Один из таких биореакторов представлял собой ящик из полиметилметакрилата, помещенный в стандартный инкубатор. Планшет помещали внутрь биореактора. Автоматическое управление создава- ло компрессионную нагрузку на главной пластине, которая через распорки передавала компрессию на образцы в каждой лунке.
Другой коммерчески доступный биореактор был способен за счет пневматического поршня созда- вать циклические нагрузки. Давление передавалось на культивируемые в планшетах образцы за счет металлических штырей [117].
Кроме двух описанных выше моделей, подходя- щих для стандартных планшетов, существуют ана- логичные, создающие механическую компрессию скаффолдов с хондроцитами [92–94, 118, 119]. Все биореакторы этой группы основаны на одноосной компрессии и могут быть помещены в стандартный инкубатор. К ней относится модель [95], позволяю- щая менять и перемешивать культуральную среду в биореакторе, что позволяет проводить длительные эксперименты с КИК хрящевой ткани. Культураль- ная камера включала шесть лунок, центрированных под поршнями. Замена среды происходила через отверстие, соединенное с центральной лункой. Рас- положенная в ней магнитная мешалка обеспечивала перемешивание среды без контакта с КИК.
Также был разработан биореактор, в котором керамический шар для замены головки бедренной кости диаметром 32 мм вдавливался в заселенный клетками скаффолд и двигался вокруг перпендику- лярной ему оси. При этом динамическая компрессия возникала вдоль цилиндрической оси конструкций. Биореактор помещали в стандартный инкубатор [96, 97]. Биореакторы третьей группы систем, основан- ных на компрессии, позволили применять одно- временно прерывистые циклические силы сдвига и осевую деформацию [120, 121].
Значимым недостатком систем, обеспечиваю- щих компрессию, является установка внутри био- реактора вместе с клетками различных передатчи- ков давления, что существенно усложняет создание стерильности. Таким образом, в соответствии с нормами GMP использовать в медицине подобные потенциально нестерильные устройства нельзя, они подходят лишь для фундаментальных иссле- дований. Однако описана система, позволяющая обойти эту проблему и создать давление за счет привода, связанного с магнитом [101]. Предло- женная система позволяла одновременно сжимать
12 заселенных клетками скаффолдов диаметром 5 мм и высотой 4 мм, помещенных в стандартные центрифужные пробирки объемом 15 мл. В каждую пробирку добавляли 4 мл среды и помещали маг- нит, покрытый Teflon, весом 10 г, что вызывало 40% одноосную деформацию скаффолда. Недостаток этой системы, как и других основанных на комп- рессии, – отсутствие возможности замены среды во время нагрузки, что нарушает оптимальный обмен веществ и синтетические процессы, в том числе синтез ВКМ.
Системы, основанные на комбинации стимулов
Существуют системы, способные комбинировать высокое гидростатическое давление с перфузией в длительных экспериментах на заселенных клетка- ми 3D-скаффолдах. Такой является модифициро- ванная перфузионная система. Ее преимущество перед исходной состояло в создании как статичес- кого гидростатического давления, так и цикличес- кого [99]. Камера для культивирования схожего, но более сложного биореактора представляла собой стальной сосуд объемом 10 мл, в котором друг под другом в культуральной среде помещали несколь- ко клеточно-полимерных конструкций. Камера для культивирования могла полностью отделяться от перфузионной системы клапанами с пневмопри- водом. Вторая часть устройства, пневматический цилиндр с поршнем, могла передавать на среду с образцом давление до 13,5 Па. Таким образом, биореактор либо отделял камеру с образцом от перфузионной системы для воздействия гидроста- тического давления, либо пропускал через нее по- ток среды с питательными веществами. Подобный биореактор позволял создавать ТИК при различных режимах, схожих с условиями in vivo [100, 122].
Существует система, сочетающая сжатие с пер- фузией. Она предназначена для создания трехмер- ных КИК. При культивировании КИК располагалась в герметичном биореакторе, находясь под воздействием механических стимулов, схожих с подобными in vivo. Перфузия культуральной среды обуславливала возникновение сил сдвига и увели- чение метаболической активности клеток. При этом устанавливали в центре цилиндрического реактора пластину из поликарбоната так, чтобы она пред- ставляла собой границу между двумя отсеками. Че- рез нижний отсек со скоростью потока 0,5 мл/мин поступала питательная среда, верхняя же камера содержала отверстие для оттока среды и магнитный механизм, создающий сжатие. Магнит, покрытый Teflon, управляется движением другого магнита. Такая конфигурация устройства – бесконтактная нагрузка – имеет большое значение в работе биореактора: деформация создается без ущерба стерильности. Находящийся на периферии датчик деформации с высоким разрешением позволял оценивать силу, создаваемую движением магнита. Важно, что данный биоректор представлял собой замкнутую систему циркуляции культуральной среды, содержащей детекторы рН, рО2, рСО2, концентрации глюкозы и лактата, насосы и клапаны, позволяю- щие автоматически контролировать направление перфузии. Таким образом, описываемая система позволяла определять основные параметры в режиме реального времени без нарушения стерильноти [101].
Описано устройство, сочетающее возможность динамического сжатия с вращением [102]. Была предложена интересная конструкция био- реактора, позволяющая создавать как силу сдвига за счет перфузии культуральной среды, так и гид- ростатическое давление [103]. Гидростатическое давление создавалось при закрытии крана между камерой, содержащей скаффолд с клетками, и резервуаром, установленным после нее по ходу тече- ния жидкости.
Разработаны биореакторы, сочетающие ком- бинации перфузии и высокого гидростатического давления [99, 100, 103], сжатия и вращения [102], перфузии и сжатия [101], перфузии и центрифуги- рования, перфузии и ультразвука. Также клеточно- полимерные конструкции фиксировали в сосуде, наполовину заполненном культуральной средой для сочетания перфузии и вращающегося вала [123, 124].
Разработан механический биореактор, чтобы одновременно или по отдельности создавать сжатие и деформацию сдвига при различных режимах напряжения и частоты в контролируемой среде [125]. Заметим, что при движении сустава на клетки хрящевой ткани оказывает влияние целый комплекс физических сил, что указывает на большее прибли- жение условий для развития и роста хондроцитов внутри биореакторов, использующих комбинацию воздействий, к естественным.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Предполагалось, что суставной хрящ будет од- ной из первых искусственно созданных тканей. Однако оказалось, что архитектура и биомеханические свойства нативной ткани сложны для воспроизведения. Несмотря на значительные экспериментальные усилия, лишь ограниченное число исследований до- шли до стадии клинических испытаний [126]. По- нимание динамических процессов, происходящих в хряще под действием механических факторов, необходимо для поддержания структуры и функции ткани, а также для воспроизведения в ТИК, что мо- жет стать одним из ключевых факторов в создании полноценной ткани [127]. Например, градиент пи- тательных веществ и факторов роста, создаваемый в биореакторе, определяет зональность в ТИК хряща [128].
Обобщая вышесказанное, можно сделать вывод, что для формирования КИК хрящевой ткани в полноценный хрящ необходимо сочетание оптимальной структуры скаффолда, факторов роста и механической стимуляции. Исследования по первым двум составляющим ведутся сравнительно давно, исследования по поиску наилучшей конструкции биореактора для выращивания хряща сравнительно молоды, однако такие работы из стадии разработки уже перешли в группу рутинных методов клеточной и тканевой инженерии суставного хряща.
Анализ литературы указывает на отсутствие единых стандартов для таких параметров создания ТИК в биореакторе, как концентрация кислорода, скорость потока, гидростатическое давление, сила сжатия и сдвига, что ограничивает их применение. Таким образом, необходимость более глубокого изучения влияния биофизических факторов на ТИК суставного хряща и разработка единых протоколов механических воздействий несомненна [129].
Одним из перспективных подходов, позволяю- щих достичь существенного прогресса в выборе типа физического воздействия и подборе его оптимальных режимов в каждом конкретном случае, мо- жет стать метод биомоделирования. Многие группы ученых работают в данной области. Ficklin et al. предложили конечно-элементную модель роста хря- ща, позволяющую прогнозировать геометрические, биомеханические и биохимические показатели выращенных образцов тканей, что, возможно, позволит усовершенствовать протоколы эксперимен- тов и обогатит знания о росте суставного хряща in vitro [130]. Kallemeyn et al. разработали пороэластическую конечно-элементарную модель трехосного компрессионного биореактора, имитирующего физиологическую нагрузку на суставной хрящ [131]. Hussein et al. создали модель перфузионного био- реактора с использованием метода решеток Больц- мана [132]. Культивирование клеток в проточной системе смоделировали Raimondi et al. [133], а во вращающейся – Nikolaev et al. [134]. Также разрабо- тана математическая модель для культивирования хондроцитов, заселенных в пористый скаффолд в условиях перфузии и с двусторонним направлением потока [135]. Отметим, что некоторые группы ученых вначале создавали компьютерную модель биореактора, а лишь потом применили ее на практике [118, 136].
Доказанная в многих исследованиях эффектив- ность позволяет надеяться на внедрение биореак- торов в широкую клиническую практику. Отметим, что важной задачей в описываемой области является преобразование лабораторных прототипов биореакторов в производственные системы и подбор наи- лучших режимов их работы для культивирования ТИК суставного хряща для больных артритом. Та- кие системы должны не только создавать оптималь- ную механическую нагрузку, но и осуществлять контроль параметров культивирования клеток, та- ких как температура, рН и парциальное давление газов. Также они должны обеспечивать доставку питательных веществ и выведение вредных про- дуктов обмена. Отметим, что все перечисленные процессы должны проходить в стерильных условиях, что может быть достигнуто лишь в замкнутом и герметичном биореакторе. Для массового использо- вания описанная система должна одновременно по- вышать качество создаваемых имплантатов и иметь экономически обоснованную стоимость [137].
Суммируя все вышесказанное, хочется отметить, что получение новых и обобщение уже имеющихся данных в области разработки биореакторов акту- ально и имеет высокое практическое значение, так как подобные работы будут способствовать улуч- шению качества ТИК хрящевой ткани и снижению случаев неэффективности проводимой с их использованием терапии.
Исследование выполнено частично за счет средств гранта Российского фонда фундаменталь- ных исследований (номер проекта 16-29-07322).
Обобщая вышесказанное, можно сделать вывод, что для формирования КИК хрящевой ткани в полноценный хрящ необходимо сочетание оптимальной структуры скаффолда, факторов роста и механической стимуляции. Исследования по первым двум составляющим ведутся сравнительно давно, исследования по поиску наилучшей конструкции биореактора для выращивания хряща сравнительно молоды, однако такие работы из стадии разработки уже перешли в группу рутинных методов клеточной и тканевой инженерии суставного хряща.
Анализ литературы указывает на отсутствие единых стандартов для таких параметров создания ТИК в биореакторе, как концентрация кислорода, скорость потока, гидростатическое давление, сила сжатия и сдвига, что ограничивает их применение. Таким образом, необходимость более глубокого изучения влияния биофизических факторов на ТИК суставного хряща и разработка единых протоколов механических воздействий несомненна [129].
Одним из перспективных подходов, позволяю- щих достичь существенного прогресса в выборе типа физического воздействия и подборе его оптимальных режимов в каждом конкретном случае, мо- жет стать метод биомоделирования. Многие группы ученых работают в данной области. Ficklin et al. предложили конечно-элементную модель роста хря- ща, позволяющую прогнозировать геометрические, биомеханические и биохимические показатели выращенных образцов тканей, что, возможно, позволит усовершенствовать протоколы эксперимен- тов и обогатит знания о росте суставного хряща in vitro [130]. Kallemeyn et al. разработали пороэластическую конечно-элементарную модель трехосного компрессионного биореактора, имитирующего физиологическую нагрузку на суставной хрящ [131]. Hussein et al. создали модель перфузионного био- реактора с использованием метода решеток Больц- мана [132]. Культивирование клеток в проточной системе смоделировали Raimondi et al. [133], а во вращающейся – Nikolaev et al. [134]. Также разрабо- тана математическая модель для культивирования хондроцитов, заселенных в пористый скаффолд в условиях перфузии и с двусторонним направлением потока [135]. Отметим, что некоторые группы ученых вначале создавали компьютерную модель биореактора, а лишь потом применили ее на практике [118, 136].
Доказанная в многих исследованиях эффектив- ность позволяет надеяться на внедрение биореак- торов в широкую клиническую практику. Отметим, что важной задачей в описываемой области является преобразование лабораторных прототипов биореакторов в производственные системы и подбор наи- лучших режимов их работы для культивирования ТИК суставного хряща для больных артритом. Та- кие системы должны не только создавать оптималь- ную механическую нагрузку, но и осуществлять контроль параметров культивирования клеток, та- ких как температура, рН и парциальное давление газов. Также они должны обеспечивать доставку питательных веществ и выведение вредных про- дуктов обмена. Отметим, что все перечисленные процессы должны проходить в стерильных условиях, что может быть достигнуто лишь в замкнутом и герметичном биореакторе. Для массового использо- вания описанная система должна одновременно по- вышать качество создаваемых имплантатов и иметь экономически обоснованную стоимость [137].
Суммируя все вышесказанное, хочется отметить, что получение новых и обобщение уже имеющихся данных в области разработки биореакторов акту- ально и имеет высокое практическое значение, так как подобные работы будут способствовать улуч- шению качества ТИК хрящевой ткани и снижению случаев неэффективности проводимой с их использованием терапии.
Исследование выполнено частично за счет средств гранта Российского фонда фундаменталь- ных исследований (номер проекта 16-29-07322).
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Вавилова ТП. Биохимия тканей и жидкостей по- лостей рта: учебное пособие. М.: ГЭОТАР-Медиа, 2008: 208. Vavilova TP. Biohimija tkanej i zhidkostej polostej rta: uchebnoe posobie. M.: GjeOTAR-Media, 2008: 208 [In Russ].
Greene GW, Banquy X, Lee DW et al. Adaptive mecha- nically controlled lubrication mechanism found in arti- cular joints. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011; 108 (13): 5255–5259. doi: 10.1073.
Loeser RF, Goldring SR, Scanzello CR, Goldring MB. Osteoarthritis: a disease of the joint as an organ. Arthri- tis Rheum. 2012; 64: 1697–1707. doi: 10.1002.
Fitzgerald J. New insights into articular cartilage rege- neration. Semin. Cell Dev. Biol. 2016; S1084-9521 (16): 30122–30127. doi: 10.1016.
Liu M, Yu X, Huang F, Cen S, Zhong G, Xiang Z. Tis- sue engineering stratified scaffolds for articular cartila- ge and subchondral bone defects repair. Orthopedics. 2013; 36 (11): 868–873. doi: 10.3928.
Barnabe C, Bessette L, Flanagan C, Leclercq S, Stei- man A, Kalache F et al. Sex differences in pain scores and localization in inflammatory arthritis: a systematic review and metaanalysis. J. Rheumatol. 2012; 39 (6): 1221–1230. doi: 10.3899.
Grønning K, Midttun L, Steinsbekk A. Patients' con- fidence in coping with arthritis after nurse-led educa- tion; a qualitative study. BMC Nurs. 2016; 15: 28. doi: 10.1186.
Hoenig E, Leicht U, Winkler T, Mielke G, Beck K, Pe- ters F et al. Mechanical properties of native and tissue- engineered cartilage depend on carrier permeability: a bioreactor study. Tissue Eng. Part A. 2013; 19 (13–14): 1534–1542. doi: 10.1089.
Schindler OS. Current concepts of articular cartilage re- pair. Acta Orthop. Belg. 2011; 77 (6): 709–726. PMID: 22308614.
Советников НН, Кальсин ВА, Коноплянников МА, Муханов ВВ. Клеточные технологии и тканевая инженерия в лечении дефектов суставной поверхнос- ти. Клиническая практика. 2013; 1: 52–66. Sovetni- kov NN, Kalsin VA, Konoplyannikov MA, Mukhanov VV. Сell technologies and tissue engineering in the treat- ment of articular chondral defects. Klinicheskaja prakti- ka. 2013; 1: 52–66 [In Russ, English abstract].
Oussedik S, Tsitskaris K1, Parker D. Treatment of arti- cular cartilage lesions of the knee by microfracture or autologous chondrocyte implantation: a systematic re- view. Arthroscopy. 2015; 31 (4): 732–744. doi: 10.1016.
Keeling JJ, Gwinn DE, McGuigan FX. A comparison of open versus arthroscopic harvesting of osteochondral autografts. Knee. 2009; 16 (6): 458–462. doi: 10.1016.; Brittberg M. Autologous chondrocyte implantation – technique and long-term follow-up. Injury. 2008; 39: S40–S49. doi: 10.1016.
Madeira C, Santhagunam A, Salgueiro JB, Cabral JM. Advanced cell therapies for articular cartilage regene- ration. Trends Biotechnol. 2015; 33 (1): 35–42. doi: 10.1016.
Shen Y, Fu Y, Wang J, Li G, Zhang X, Xu Y et al. Bioma- terial and mesenchymal stem cell for articular cartilage reconstruction. Curr. Stem. Cell Res. Ther. 2014; 9 (3): 254–267. PMID: 24524788.
Ashraf S, Bouhana KS, Pheneger J, Andrews SW, Walsh DA. Selective inhibition of tropomyosin-recep- tor-kinase A (TrkA) reduces pain and joint damage in two rat models of inflammatory arthritis. Arthritis Res. Ther. 2016; 18 (1): 97. doi: 10.1186.
Kreuz PC, Müller S, Erggelet C, von Keudell A, Ti- scher T, Kaps C et al. Is gender influencing the biome- chanical results after autologous chondrocyte implanta- tion? Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 2014; 22 (1): 72–79. doi: 10.1007.
Petri M, Broese M, Simon A, Liodakis E, Ettinger M, Guenther D et al. CaReS (MACT) versus microfracture in treating symptomatic patellofemoral cartilage de- fects: a retrospective matched-pair analysis. J. Orthop. Sci. 2013; 18 (1): 38–44. doi: 10.1007.
Wylie JD, Hartley MK, Kapron AL, Aoki SK, Maak TG. What is the effect of matrices on cartilage repair? Clin. Orthop. Relat. Res. 2015; 473 (5): 1673–1682. doi: 10.1007.
Stoltz JF, Huselstein C, Schiavi J, Li YY, Bensoussan D et al. Human stem cells and articular cartilage tissue engineering. Curr. Pharm. Biotechnol. 2012; 13 (15): 2682–2691. PMID: 23072395.
Shahin K, Doran PM. Strategies for Enhancing the Ac- cumulation and Retention of Extracellular Matrix in Tissue-Engineered Cartilage Cultured in Bioreactors. PLoS One. 2011; 6 (8): e23119. doi: 10.1371.
Mabvuure N, Hindocha S, Khan WS. The role of biore- actors in cartilage tissue engineering. Curr. Stem. Cell Res. Ther. 2012; 7 (4): 287–292. PMID: 22563665.
Chen HC, Lee HP, Ho YC, Sung ML, Hu YC. Combina- tion of baculovirus-mediated gene transfer and rotating- shaft bioreactor for cartilage tissue engineering. Bioma- terials. 2006; 27 (16): 3154–3162. PMID: 22563665.
Frisch J, Venkatesan JK, Rey-Rico A, Madry H, Cucchi- arini M. Current progress in stem cell-based gene therapy for articular cartilage repair. Curr. Stem. Cell Res. Ther. 2015; 10 (2): 121–131. PMID: 25245889.
Chen HC, Chang YH, Chuang CK, Lin CY, Sung LY, Wang YH et al. The repair of osteochondral defects using baculovirus-mediated gene transfer with de-diffe- rentiated chondrocytes in bioreactor culture. Biomateri- als. 2009; 30 (4): 674–681. doi: 10.1016.
Strioga M, Viswanathan S, Darinskas A, Slaby O, Mich- alek J. Same or not the same? Comparison of adipose tissue derived versus bone marrow-derived mesenchy- mal stem and stromal cells. Stem. Cells and Develop- ment. 2012; 21 (14): 2724–2752. doi: 10.1089.
Деев РВ. Анализ рынка клеточных препаратов для коррекции патологии скелетных тканей. Клеточная трансплантология и тканеваяинженерия. 2006; 2 (4): 78–83. Deev RV. Market analysis of cell prepa- rations for correction of the pathology of the skeletal tissues. Cell Transplantology and Tissue Engineering. 2006; 2 (4): 78–83 [In Russ].
Redman SN, Oldfield SF, Archer CW. Сurrent strategies for articular cartilage repair. European Cells and Mate- rials. 2005; 9: 23–32. PMID: 15830323.
Gabrion A, Aimedieu P, Laya Z, Havet E, Mertl P, Gre- be R et al. Relationship between ultrastructure and bio- mechanical properties of the knee meniscus. Surg. Ra- diol. Anat. 2005; 27 (6): 507–510. PMID: 16308664.
Madry H, Luyten FP and Facchini A. Biological aspects of early osteoarthritis. Knee Surg. Sports Traumatol. Ar- throsc. 2012; 20 (3): 407–422. doi: 10.1007.
Sanjurjo-Rodríguez C, Martínez-Sánchez AH, Hermida- Gómez T, Fuentes-Boquete I, Díaz-Prado S, Blanco FJ. Differentiation of human mesenchymal stromal cells cultured on collagen sponges for cartilage repair. Histol. Histopathol. 2016; 31 (11): 1221–1239. doi: 10.14670.
Spees JL, Lee RH, Gregory CA. Mechanisms of mesen- chymal stem/stromal cell function. Stem. Cell Res. Ther. 2016; 7 (1): 125. doi: 10.1186.
Margeret RW, Gangadhar MU, Holly AL, Jeremy LC, Charles ES, Moorman CT et al. High body mass index is associated with increased diurnal strains in the articu- lar cartilage of the knee. Arthritis & Rheumatism. 2013; 65 (10): 2615–2622. doi: 10.1002.
Bhosale AM, Richardson JB. Articular cartilage: struc- ture, injuries and review of management. Br. Med. Bull. 2008; 87: 77–95. doi: 10.1093.
Loeser RF. Integrins and chondrocyte-matrix interac- tions in articular cartilage. Matrix Biol. 2014; 39: 11– 16. doi: 10.1016.
Vanden Berg-Foels WS, Scipioni L, Huynh C, Wen X. Helium ion microscopy for high-resolution visualiza- tion of the articular cartilage collagen network. J. Mi- crosc. 2012; 246: 168–176. doi: 10.1111.
Muzzarelli RA, Greco F, Busilacchi A, Sollazzo V, Gi- gante A. Chitosan, hyaluronan and chondroitin sulfate in tissue engineering for cartilage regeneration: a re- view. Carbohydr. Polym. 2012; 89 (3): 723–739. doi: 10.1016.
Fisher SA, Tam RY, Shoichet MS. Tissue mimetics: engi- neered hydrogel matrices provide biomimetic environ- ments for cell growth. Tissue Engineering. 2014; 20 (5, 6): 895–898. doi: 10.1089.
Севастьянов ВИ, Перова НВ. Инъекционный гетеро- генный биополимерный гидрогель для заместитель- ной и регенеративной хирургии и способ его полу- чения. 2011; Патент РФ № 2433828. Sevast'janov VI, Perova NV. In#ekcionnyj geterogennyj biopolimernyj gidrogel' dlja zamestitel'noj i regenerativnoj hirurgii i sposob ego poluchenija. 2011; Patent RF № 2433828.
Соловьева ИВ, Шестерня Н, Перова НВ, Севастья- нов ВИ. Комбинированное применение биополимер- ного гетерогенного гидрогеля и гиалуроновой кис- лоты при ОА (первый опыт). Врач. 2016; 1: 12–17. Solov'eva IV, Shesternja N, Perova NV, Sevast'janov VI. Kombinirovannoe primenenie biopolimernogo getero- gennogo gidrogelja i gialuronovoj kisloty pri OA (per- vyj opyt). Vrach. 2016; 1: 12–17 [In Russ].
Федяков АГ, Древаль ОН, Севастьянов ВИ, Перо- ва НВ, Кузнецов АВ, Чапандзе ГН. Эксперименталь- но-клиническое обоснование применения биодегра- дируемых имплантатов в хирургическом лечении поражений периферических нервов. Вопросы нейрохирургии им. Н.Н. Бурденко. 2010; 3: 15–18. Fe- djakov AG, Dreval' ON, Sevast'janov VI, Perova NV, Kuznecov AV, Chapandze GN. Jeksperimental'no-kli- nicheskoe obosnovanie primenenija biodegradiruemyh implantatov v hirurgicheskom lechenii porazhenij peri- fericheskih nervov. Voprosy nejrohirurgii im. N.N. Bur- denko. 2010; 3: 15–18 [In Russ].
Farrell E, O'Brien FJ, Doyle P, Fischer J, Yannas I, Harley BA et al. A collagen-glycosaminoglycan scaffold supports adult rat mesenchymal stem cell differentiation along osteogenic and chondrogenic routes. Tissue Eng. 2006; 12 (3): 459–468. PMID: 16579679.
Cheng NC, Estes BT, Awad HA, Guilak F. Chondrogenic differentiation of adipose-derived adult stem cells by a porous scaffold derived from native articular cartilage extracellular matrix. Tissue Eng. Part A. 2009; 15 (2): 231–241. doi: 10.1089.
Sutherland AJ, Converse GL, Hopkins RA, Detamo- re MS. The bioactivity of cartilage extracellular matrix in articular cartilage regeneration. Adv. Health Mater. 2015; 4 (1): 29–39. doi: 10.1002.
Ye K, Felimban R, Moulton SE, Wallace GG, Di Bella C, Traianedes K et al. Bioengineering of articular cartila- ge: past, present and future. Regen. Med. 2013; 8 (3): 333–349. doi: 10.2217.
Williams RJ, Niederauer GG. Articular Cartilage Resur- facing Using Synthetic Resorbable Scaffolds in book: Cartilage repair strategies, edited by Williams R.J., Hu- mana Press, Totowa, New Jersey, 2007; 115–136.
Ahmed TA, Hincke MT. Mesenchymal stem cell-based tissue engineering strategies for repair of articular carti- lage. Histol. Histopathol. 2014; 29 (6): 669–689. PMID: 24452855.
Nava MM, Draghi L, Giordano C, Pietrabissa R. The effect of scaffold pore size in cartilage tissue enginee- ring. J. Appl. Biomater. Funct. Mater. 2016; 14 (3): e223–е229. doi: 10.5301.
Danisovic L, Varga I, Polak. Growth factors and chond- rogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Tis- sue Cell. 2012; 44: 69–73. doi: 10.1016.
Indrawattana N, Chen G, Tadokoro M, Shann LH, Oh- gushi H, Tateishi T et al. Growth factor combination for chondrogenic induction from human mesenchymal stem cell. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004; 320: 914–919. PMID: 15240135.
Surguchenko VA, Ponomareva AS, Kirsanova LA, Ska- leckij NN, Sevastianov VI. The cell-engineered cons- truct of cartilage on the basis of biopolymer hydrogel matrix and human adipose tissue-derived mesenchymal stromal cells (in vitro study). J. Biomed. Mater. Res. 2015; 103A (2): 463–470.
Севастьянов ВИ. Технологии тканевой инженерии и регенеративной медицины. Вестник трансплан- тологии и искусственных органов. 2014; 16 (3): 93–108. Sevast'yanov VI. Tekhnologii tkanevoj inzhe- nerii i regenerativnoj mediciny. Vestnik transplantologii i iskusstvennyh organov. 2014; 16 (3): 93–108.
Севастьянов ВИ, Духина ГА, Пономарева АС, Кир- санова ЛА, Перова НВ, Скалецкий НН. Биомедицин- ский клеточный продукт для регенерации суставно- го хряща: биосовместимые и гистоморфологические свойства (экспериментальная модель подкожной имплантации). Перспективные материалы. 2014; 10: 28–39. Sevast'yanov VI, Duhina GA, Ponomare- va AS, Kirsanova LA, Perova NV, Skaleckij NN. Biome- dicinskij kletochnyj produkt dlya regeneracii sustavno- go hryashcha: biosovmestimye i gistomorfologicheskie svojstva (ehksperimental'naya model' podkozhnoj im- plantacii). Perspektivnye materialy. 2014; 10: 28–39.
Huey DJ, Hu JC, Athanasiou KA. Unlike bone, carti- lage regeneration remains elusive. Science. 2012; 338: 917–921. doi: 10.1126.
Makris EA, Hu JC, Athanasiou KA. Hypoxia-induced collagen crosslinking as a mechanism for enhancing mechanical properties of engineered articular cartila- ge. Osteoarthritis Cartilage. 2013; 21: 634–641. doi: 10.1016.
Makris EA, MacBarb RF, Responte DJ, Hu JC, Athana- siou KA. A copper sulfate and hydroxylysine treatment regimen for enhancing collagen cross-linking and bio- mechanical properties in engineered neocartilage. FA- SEB J. 2013; 27: 2421–2430. doi: 10.1096.
Gunja NJ, Uthamanthil RK, Athanasiou KA. Effects of TGF-β1 and hydrostatic pressure on meniscus cell- seeded scaffolds. Biomaterials. 2009; 30: 565–573. doi: 10.1016.
Makris EA, MacBarb RF, Paschos NK, Hu JC, Athana- siou KA. Combined use of chondroitinase ABC, TGF- β1, and collagen crosslinking agent lysyl oxidase to engineer functional neotissues for fibrocartilage repair. Biomaterials. 2014; 35: 6787–6796. doi: 10.1016.
Mahmoudifar N, Doran PM. Effect of seeding and bio- reactor culture conditions on the development of human tissue-engineered cartilage. Tissue Eng. 2006; 12 (6): 1675–1685. PMID: 16846362.
He B, Wu JP, Kirk TB, Carrino JA, Xiang C, Xu J. High- resolution measurements of the multilayer ultra-struc- ture of articular cartilage and their translational potenti- al. Arthritis Res. Ther. 2014; 16 (2): 205. doi: 10.1186.
Emin N, Koç A, Durkut S, Elçin AE, Elçin YM. Enginee- ring of rat articular cartilage on porous sponges: effects of tgf-beta 1 and microgravity bioreactor culture. Artif. Cells Blood Substit. Immobil. Biotechnol. 2008; 36 (2): 123–137. doi: 10.1080.
2. Gemmiti CV, Guldberg RE. Fluid flow increases type II collagen deposition and tensile mechanical properties in bioreactor-grown tissue-engineered cartilage. Tissue Eng. 2006; 12 (3): 469–479. PMID: 16579680.
Darling EM, Athanasiou KA. Articular cartilage biore- actors and bioprocesses. Tissue Eng. 2003; 9 (1): 9–26. PMID: 12625950.
Schulz RM, Bader A. Cartilage tissue engineering and bioreactor systems for the cultivation and stimulation of chondrocytes. Eur. Biophys. J. 2007; 36 (4–5): 539–568. PMID: 17318529.
Guha Thakurta S, Kraft M, Viljoen HJ, Subramanian A. Enhanced depth-independent chondrocyte proliferation and phenotype maintenance in an ultrasound bioreac- tor and an assessment of ultrasound dampening in the scaffold. Acta Biomater. 2014; 10 (11): 4798–4810. doi: 10.1016.
Yu H, Kim J, H, Lewis M, Wall I. Impact of mechanical stretch on the cell behaviors of bone and surrounding tissues. J. Tissue Eng. 2016; 7: 2041731415618342. doi: 10.1177.
Guha Thakurta S, Budhiraja G, Subramanian A. Growth factor and ultrasound-assisted bioreactor synergism for human mesenchymal stem cell chondrogenesis. J. Tis- sue Eng. 2015; 6: 1–13. doi: 10.1177.
Subramanian A, Turner JA, Budhiraja G. Ultrasonic bioreactor as a platform for studying cellular response. Tissue Eng. Part C Methods. 2013; 19: 244–255. doi: 10.1089.
Wang TW, Wu HC, Wang HY, Lin FH, Sun JS. Regula- tion of adult human mesenchymal stem cells into os- teogenic and chondrogenic lineages by different biore- actor systems. J. Biomed. Mater. Res. A. 2009; 88 (4): 935–946. doi: 10.1002.
10. Brown AN, Kim BS, Alsberg E, Mooney DJ. Combining chondrocytes and smooth muscle cells to engineer hyb- rid soft tissue constructs. Tissue Eng. 2000; 6 (4): 297– 305. PMID: 10992427.
Hu JC, Athanasiou KA. Low-density cultures of bovi- ne chondrocytes: effects of scaffold material and cul- ture system. Biomaterials. 2005; 26 (14): 2001–2012. PMID: 15576174.
Janjanin S, Li WJ, Morgan MT, Shanti RM, Tuan RS. Mold-shaped, nanofiber scaffold-based cartilage engi- neering using human mesenchymal stem cells and bio- reactor. J. Surg. Res. 2008; 149 (1): 47–56. doi: 10.1016.
Mellor LF, Baker TL, Brown RJ, Catlin LW, Oxford JT. Optimal 3D culture of primary articular chondrocy- tes for use in the rotating wall vessel bioreactor. Avi- at. Space Environ. Med. 2014; 85 (8): 798–804. doi: 10.3357.
Augst A, Marolt D, Freed LE, Vepari C, Meinel L, Far- ley M et al. Effects of chondrogenic and osteogenic re- gulatory factors on composite constructs grown using human mesenchymal stem cells, silk scaffolds and bioreactors. J. R. Soc. Interface. 2008; 5 (25): 929–939. doi: 10.1098.
Kang H, Lu S, Peng J, Yang Q, Liu S, Zhang L, Huang J et al. Chondrogenic differentiation of human adipo- se derived stem cells using microcarrier and bioreactor combination technique. Mol. Med. Rep. 2015; 11 (2): 1195–1199. doi: 10.3892.
Li W, Jiang YJ, Tuan RS. Cell-nanofiber-based Carti- lage Tissue Engineering using Improved Cell Seeding, Growth Factor, and Bioreactor Technologies. Tissue Eng. Part A. 2008; 14 (5): 639–648. doi: 10.1089.
Akmal M, Anand A, Anand B, Wiseman M, Goodship AE, Bentley G. The culture of articular chondrocytes in hy- drogel constructs within a bioreactor enhances cell pro- liferation and matrix synthesis. J. Bone Joint Surg. Br. 2006; 88 (4): 544–553.
Chang CH, Lin FH, Lin CC, Chou CH, Liu HC. Cartila- ge tissue engineering on the surface of a novel gelatin- calcium-phosphate biphasic scaffold in a double-cham- ber bioreactor. J. Biomed. Mater. Res. B Appl. Biomater. 2004; 71 (2): 313–321. PMID: 15386400.
Chen T, Buckley M, Cohen I, Bonassar L, Awad HA. In- sights into interstitial flow, shear stress, and mass trans- port effects on ECM heterogeneity in bioreactor-culti- vated engineered cartilage hydrogels. Biomech. Model Mechanobiol. 2012; 11 (5): 689–702. doi: 10.1007.
Mizuno S, Allemann F, Glowacki J. Effects of medium perfusion on matrix production by bovine chondrocytes in three-dimensional collagen sponges. J. Biomed. Ma- ter. Res. 2001; 56 (3): 368–375. PMID: 11372054.
Sun S, Ren Q, Wang D, Zhang L, Wu S, Sun XT. Repai- ring cartilage defects using chondrocyte and osteoblast composites developed using a bioreactor. Chin. Med. J. (Engl.). 2011; 124 (5): 758–763. PMID: 21518572.
Lio J, Guo X, Grande-Allen KJ, Kasper FK, Mikos AG. Bioactive polymer/extracellular matrix scaffolds fa- bricated with a flow perfusion bioreactor for cartilage tissue engineering. Biomaterials. 2010; 31 (34): 8911– 8920. doi: 10.1016.
Pazzano D, Mercier KA, Moran JM, Fong SS, DiBia- sio DD, Rulfs JX, Kohles SS, Bonassar LJ. Comparison of chondrogenesis in static and perfused bioreactor cul- ture. Biotechnol. Prog. 2000; 16 (5): 893–896. PMID: 11027186.
Davisson T, Sah RL, Ratcliffe A. Perfusion increases cell content and matrix synthesis in chondrocyte three- dimensional cultures. Tissue Eng. 2002; 8 (5): 807–816. PMID: 12459059.
Tran SC, Cooley AJ, Elder SH. Effect of a mechanical stimulation bioreactor on tissue engineered, scaffold- free cartilage. Biotechnol. Bioeng. 2011; 108 (6): 1421– 1429. doi: 10.1002.
Santoro R, Olivares AL, Brans G, Wirz D, Longinotti C, Lacroix D et al. Bioreactor based engineering of large- scale human cartilage grafts for joint resurfacing. Bio- materials. 2010; 31 (34): 8946–8952. doi: 10.1016.
Mahmoudifar N, Doran PM. Tissue engineering of hu- man cartilage in bioreactors using single and composite cell-seeded scaffolds. Biotechnol. Bioeng. 2005; 91 (3): 338–355. PMID: 15959891.
Millward-Sadler SJ, Wright MO, Davies LW, Nuki G, Salter DM. Mechanotransduction via integrins and in- terleukin-4 results in altered aggrecan and matrix me- talloproteinase 3 gene expression in normal, but not osteoarthritic, human articular chondrocytes. Arthritis Rheum. 2000; 43 (9): 2091–2099. PMID: 11014361.
Fukuda K, Asada S, Kumano F, Saitoh M, Otani K, Ta- naka S. Cyclic tensile stretch on bovine articular chon- drocytes inhibits protein kinase C activity. J. Lab. Clin. Med. 1997; 130 (2): 209–215. PMID: 9280149.
Domm C, Fay J, Schünke M, Kurz B. Redifferentiati- on of dedifferentiated joint cartilage cells in alginate culture. Effect of intermittent hydrostatic pressure and low oxygen partial pressure. Orthopade. 2000; 29 (2): 91–99. PMID: 10743629.
Angele P, Schumann D, Angele M, Kinner B, Englert C, Hente R et al. Cyclic, mechanical compression enhan- ces chondrogenesis of mesenchymal progenitor cells in tissue engineering scaffolds. Biorheology. 2004; 41 (3–4): 335–346. PMID: 15299266.
Davisson T, Kunig S, Chen A, Sah R, Ratcliffe A. Static and dynamic compression modulate matrix metabolism in tissue engineered cartilage. J. Orthop. Res. 2002; 20 (4): 842–848. PMID: 12168676.
Hunter CJ, Imler SM, Malaviya P, Nerem RM, Leven- ston ME. Mechanical compression alters gene expres- sion and extracellular matrix synthesis by chondrocytes cultured in collagen I gels. Biomaterials. 2002; 23 (4): 1249–1259. PMID: 11791929.
Hunter CJ, Mouw JK, Levenston ME. Dynamic com- pression of chondrocyte-seeded fibrin gels: effects on matrix accumulation and mechanical stiffness. Os- teoarthritis Cartilage. 2004; 12 (2): 117–130. PMID: 11791929.
Mauck RL, Wang CC, Oswald ES, Ateshian GA, Hung CT. The role of cell seeding density and nutrient supply for articular cartilage tissue engineering with de- formational loading. Osteoarthritis Cartilage. 2003; 11 (12): 879–890. PMID: 14629964.
Déarteau O, Jakob M, Schäfer D, Heberer M, Mar- tin I. Development and validation of a bioreactor for physical stimulation of engineered cartilage. Biorheolo- gy. 2003; 40 (1–3): 331–336. PMID: 12454423.
Wang N, Grad S, Stoddart MJ, Niemeyer P, Südkamp NP, Pestka J et al. Bioreactor-Induced Chondrocyte Matura- tion Is Dependent on Cell Passage and Onset of Loa- ding. Cartilage. 2013; 4 (2): 165–176. doi: 10.1177.
Gharravi AM, Orazizadeh M, Ansari-Asl K, Banoni S, Izadi S, Hashemitabar M. Design and fabrication of anatomical bioreactor systems containing alginate scaf- folds for cartilage tissue engineering. Avicenna J. Med. Biotechnol. 2012; 4 (2): 65–74. PMID: 23408660.
Kisiday JD, Jin M, DiMicco MA, Kurz B, Grodzinsky AJ. Effects of dynamic compressive loading on chondrocy- te biosynthesis in self-assembling peptide scaffolds. J. Biomech. 2004; 37 (5): 595–604. PMID: 15046988.
Mizuno S, Tateishi T, Ushida T, Glowacki J. Hydrosta- tic fluid pressure enhances matrix synthesis and accu- mulation by bovine chondrocytes in three-dimensional culture. J. Cell Physiol. 2002; 193 (3): 319–327. PMID: 12384984.
Heath CA. The effects of physical forces on cartilage tissue engineering. Biotechnol. Genet. Eng. Rev. 2000; 17: 533–551. PMID: 11255680.
Schulz RM, Wüstneck N, van Donkelaar CC, Shel- ton JC, Bader A. Development and validation of a novel bioreactor system for load- and perfusion-controlled tis- sue engineering of chondrocyte-constructs. Biotechnol. Bioeng. 2008; 101 (4): 714–728. doi: 10.1002.
Wang N, Chen J, Zhang G, Chai W. Chondrogenesis of passaged chondrocytes induced by different dynamic loads in bioreactor. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2013; 27 (7): 786–792. PMID: 24063164.
Tarng YW, Huang BF, Su FC. A novel recirculating flow- perfusion bioreactor for periosteal chondrogenesis. Int. Orthop. 2012; 36 (4): 863–868. doi: 10.1007.
Louw TM, Budhiraja G, Viljoen HJ. Mechanotransduc- tion of ultrasound is frequency dependent below the cavitation threshold. Ultrasound Med. Biol. 2013; 39: 1303–1319. doi: 10.1016.
Whitney NP, Lamb AC, Louw TM. Integrin-mediated mechanotransduction pathway of low-intensity conti- nuous ultrasound in human chondrocytes. Ultrasound Med. Biol. 2012; 38: 1734–1743. doi: 10.1016.
Klöckner W, Diederichs S, Büchs J. Orbitally shaken single-use bioreactors. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2014; 138: 45–60. doi: 10.1007.146-2.
Bouchet BY, Colón M, Polotsky A, Shikani AH, Hun- gerford DS, Frondoza CG. Beta-1 integrin expression by human nasal chondrocytes in microcarrier spinner culture. J. Biomed. Mater. Res. 2000; 52 (4): 716–724. PMID: 11033555.
Kuo CK, Li WJ, Mauck RL, Tuan RS. Cartilage tissue engineering: its potential and uses. Curr. Opin. Rheuma- tol. 2006; 18: 64. PMID: 16344621.
Lappa M. Organic tissues in rotating bioreactors: fluid- mechanical aspects, dynamic growth models, and mor- phological evolution. Biotechnol. Bioeng. 2003; 84: 518. PMID: 14574686.
Sacco R, Causin P, Zunino P, Raimondi MT. A multi- physics/multiscale 2D numerical simulation of scaffold- based cartilage regeneration under interstitial perfusion in a bioreactor. Biomech. Model Mechanobiol. 2011; 10 (4): 577–589. doi: 10.1007.
Khan AA, Surrao DC. The importance of bicarbonate and nonbicarbonate buffer systems in batch and conti- nuous flow bioreactors for articular cartilage tissue en- gineering. Tissue Eng. Part C Methods. 2012; 18 (5): 358–368. doi: 10.1089.
Forsey RW, Tare R, Oreffo RO, Chaudhuri JB. Perfusi- on bioreactor studies of chondrocyte growth in alginate- chitosan capsules. Biotechnol. Appl. Biochem. 2012; 59 (2): 142–152. doi: 10.1002.
Wendt D, Marsano A, Jakob M, Heberer M, Martin I. Oscillating perfusion of cell suspensions through three- dimensional scaffolds enhances cell seeding efficiency and uniformity. Biotechnol. Bioeng. 2003; 84 (2): 205– 214. PMID: 12966577.181/2.
Sun S, Ren Q, Wang D, Zhang L, Wu S, Sun XT. Repai- ring cartilage defects using chondrocyte and osteoblast composites developed using a bioreactor. Chin. Med. J. (Engl.). 2011; 124 (5): 758–763. PMID: 21518572.
Heath CA. The effects of physical forces on cartilage tissue engineering. Biotechnol. Genet. Eng. Rev. 2000; 17: 533–551. PMID: 11255680.
Schulz RM, Wüstneck N, van Donkelaar CC, Shel- ton JC, Bader A. Development and validation of a novel bioreactor system for load- and perfusion-controlled tis- sue engineering of chondrocyte-constructs. Biotechnol. Bioeng. 2008; 101 (4): 714–728. doi: 10.1002.
Wang N, Chen J, Zhang G, Chai W. Chondrogenesis of passaged chondrocytes induced by different dynamic loads in bioreactor. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2013; 27 (7): 786–792. PMID: 24063164.
Tarng YW, Huang BF, Su FC. A novel recirculating flow- perfusion bioreactor for periosteal chondrogenesis. Int. Orthop. 2012; 36 (4): 863–868. doi: 10.1007.
Louw TM, Budhiraja G, Viljoen HJ. Mechanotransduc- tion of ultrasound is frequency dependent below the cavitation threshold. Ultrasound Med. Biol. 2013; 39: 1303–1319. doi: 10.1016.
Whitney NP, Lamb AC, Louw TM. Integrin-mediated mechanotransduction pathway of low-intensity conti- nuous ultrasound in human condrocytes. Ultrasound Med. Biol. 2012; 38: 1734–1743. doi: 10.1016.
Klöckner W, Diederichs S, Büchs J. Orbitally shaken single-use bioreactors. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2014; 138: 45–60. doi: 10.1007.146-2.
Bouchet BY, Colón M, Polotsky A, Shikani AH, Hun- gerford DS, Frondoza CG. Beta-1 integrin expression by human nasal chondrocytes in microcarrier spinner culture. J. Biomed. Mater. Res. 2000; 52 (4): 716–724. PMID: 11033555.
Kuo CK, Li WJ, Mauck RL, Tuan RS. Cartilage tissue engineering: its potential and uses. Curr. Opin. Rheuma- tol. 2006; 18: 64. PMID: 16344621.
Lappa M. Organic tissues in rotating bioreactors: fluid- mechanical aspects, dynamic growth models, and mor- phological evolution. Biotechnol. Bioeng. 2003; 84: 518. PMID: 14574686.
Sacco R, Causin P, Zunino P, Raimondi MT. A multi- physics/multiscale 2D numerical simulation of scaffold- based cartilage regeneration under interstitial perfusion in a bioreactor. Biomech. Model Mechanobiol. 2011; 10 (4): 577–589. doi: 10.1007.
Khan AA, Surrao DC. The importance of bicarbonate and nonbicarbonate buffer systems in batch and conti- nuous flow bioreactors for articular cartilage tissue en- gineering. Tissue Eng. Part C Methods. 2012; 18 (5): 358–368. doi: 10.1089.
Forsey RW, Tare R, Oreffo RO, Chaudhuri JB. Perfusi- on bioreactor studies of chondrocyte growth in alginate- chitosan capsules. Biotechnol. Appl. Biochem. 2012; 59 (2): 142–152. doi: 10.1002.
Wendt D, Marsano A, Jakob M, Heberer M, Martin I. Oscillating perfusion of cell suspensions through three- dimensional scaffolds enhances cell seeding efficiency and uniformity. Biotechnol. Bioeng. 2003; 84 (2): 205– 214. PMID: 12966577.181/2.
Sun S, Ren Q, Wang D, Zhang L, Wu S, Sun XT. Repai- ring cartilage defects using chondrocyte and osteoblast composites developed using a bioreactor. Chin. Med. J. (Engl.). 2011; 124 (5): 758–763. PMID: 21518572.
De Maria C, Giusti S, Mazzei D, Crawford A, Ahlu- walia A. Squeeze pressure bioreactor: a hydrodyna- mic bioreactor for noncontact stimulation of cartilage constructs. Tissue Eng. Part C Methods. 2011; 17 (7): 757–764. doi: 10.1089.
Lee CR, Grodzinsky AJ, Hsu HP, Spector M. Effects of a cultured autologous chondrocyte-seeded type II col- lagen scaffold on the healing of a chondral defect in a canine model. J. Orthop. Res. 2003; 21 (2): 272–281. PMID: 12568959.
Graff RD, Lazarowski ER, Banes AJ, Lee GM. ATP re- lease by mechanically loaded porcine chondrons in pel- let culture. Arthritis Rheum. 2000; 43 (7): 1571–1579. PMID: 10902762.
Mauck RL, Seyhan SL, Ateshian GA, Hung CT. Influ- ence of seeding density and dynamic deformational loa- ding on the developing structure/function relationships of chondrocyte-seeded agarose hydrogels. Ann. Biomed. Eng. 2002; 30 (8): 1046–1056. PMID: 12449765.
Hung CT, Mauck RL, Wang CC, Lima EG, Ateshian GA. A paradigm for functional tissue engineering of articu- lar cartilage via applied physiologic deformational loa- ding. Ann. Biomed. Eng. 2004; 32 (1): 35–49. PMID: 14964720.
Kisiday JD, Jin M, DiMicco MA, Kurz B, Grodzinsky AJ. Effects of dynamic compressive loading on chondrocy- te biosynthesis in self-assembling peptide scaffolds. J. Biomech. 2004; 37 (5): 595–604. PMID: 15046988.
Jin M, Frank EH, Quinn TM, Hunziker EB, Grodzins- ky AJ. Tissue shear deformation stimulates proteoglycan and protein biosynthesis in bovine cartilage explants. Arch. Biochem. Biophys. 2001; 395 (1): 41–48. PMID: 11673864.
Laganà K, Moretti M, Dubini G, Raimondi MT. A new bioreactor for the controlled application of complex me- chanical stimuli for cartilage tissue engineering. Proc. Inst. Mech. Eng. H. 2008; 222 (5): 705–715. PMID: 18756689.
Chen HC, Lee HP, Sung ML, Liao CJ, Hu YC. A novel rotating-shaft bioreactor for two-phase cultivation of tissue-engineered cartilage. Biotechnol. Prog. 2004; 20 (6): 1802–1809. PMID: 15575715.
Lu CH, Lin KJ, Chiu HY, Chen CY, Yen TC, Hwang SM et al. Improved chondrogenesis and engineered cartila- ge formation from TGF-β3-expressing adipose-derived stem cells cultured in the rotating-shaft bioreactor. Tis- sue Eng. Part A. 2012; 18 (19–20): 2114–2124. doi: 10.1089.
Yusoff N, Abu Osman NA, Pingguan-Murphy B. Design and validation of a bi-axial loading bioreactor for me- chanical stimulation of engineered cartilage. Med. Eng. Phys. 2011; 33 (6): 782–788. doi: 10.1016.
Camarero-Espinosa S, Rothen-Rutishauser B, Fos- ter EJ, Weder C. Articular cartilage: from formation to tissue engineering. Biomater. Sci. 2016; 26; 4 (5): 734– 767. doi: 10.1039.
Stoffel M, Yi JH, Weichert D, Zhou B, Nebelung S, Mül- ler-Rath R et al. Bioreactor cultivation and remodelling simulation for cartilage replacement material. Med. Eng. Phys. 2012; 34 (1): 56–63. doi: 10.1016.
Spitters TW, Leijten JC, Deus FD, Costa IB, van Apel- doorn AA, van Blitterswijk CA et al. A dual flow bio- reactor with controlled mechanical stimulation for car- tilage tissue engineering. Tissue Eng. Part C Methods. 2013; 19 (10): 774–783. doi: 10.1089.
Ye G, Zhang F, Shi H. Research progress of bioreac- tor biophysical factors in cartilage tissue engineering. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2013; 27 (7): 810–813. PMID: 24063168.
Ficklin TP, Davol A, Klisch SM. Simulating the growth of articular cartilage explants in a permeation bioreactor to aid in experimental protocol design. J. Biomech. Eng. 2009; 131 (4): 041008. doi: 10.1115.
Kallemeyn NA, Grosland NM, Pedersen DR, Martin JA, Brown TD. Loading and boundary condition influences in a poroelastic finite element model of cartilage stres- ses in a triaxial compression bioreactor. Iowa Orthop. J. 2006; 26: 5–16. PMID: 16789442.
Hussein MA, Esterl S, Pörtner R, Wiegandt K, Becker T. On the lattice Boltzmann method simulation of a two- phase flow bioreactor for artificially grown cartila- ge cells. J. Biomech.; 2010, 41 (16): 3455–3461. doi: 10.1016.
Raimondi MT, Causin P, Mara A, Nava M, Laganà M, Sacco R. Breakthroughs in computational modeling of cartilage regeneration in perfused bioreactors. IEEE Trans. Biomed. Eng. 2011; 58 (12): 3496–3499. doi: 10.1109.
Nikolaev NI, Obradovic B, Versteeg HK, Lemon G, Wil- liams DJ. A validated model of GAG deposition, cell distribution, and growth of tissue engineered cartilage cultured in a rotating bioreactor. Biotechnol. Bioeng. 2010; 105 (4): 842–853. doi: 10.1002.
Shakhawath Hossain M, Bergstrom DJ, Chen XB. A mathematical model and computational framework for three-dimensional chondrocyte cell growth in a porous tissue scaffold placed inside a bi-directional flow per- fusion bioreactor. Biotechnol. Bioeng. 2015; 112 (12): 2601–2610. doi: 10.1002.
Cinbiz MN, Tığli RS, Beşkardeş IG, Gümüşderelioğlu M, Colak U. Computational fluid dynamics modeling of momentum transport in rotating wall perfused bioreac- tor for cartilage tissue engineering. J. Biotechnol. 2010; 150 (3): 389–395. doi: 10.1016.
Mastbergen SC, Saris DB, Lafeber FP. Functional arti- cular cartilage repair: here, near, or is the best approach not yet clear? Nat. Rev. Rheumatol. 2013; 9 (5): 277– 290. doi: 10.1038.
Greene GW, Banquy X, Lee DW et al. Adaptive mecha- nically controlled lubrication mechanism found in arti- cular joints. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011; 108 (13): 5255–5259. doi: 10.1073.
Loeser RF, Goldring SR, Scanzello CR, Goldring MB. Osteoarthritis: a disease of the joint as an organ. Arthri- tis Rheum. 2012; 64: 1697–1707. doi: 10.1002.
Fitzgerald J. New insights into articular cartilage rege- neration. Semin. Cell Dev. Biol. 2016; S1084-9521 (16): 30122–30127. doi: 10.1016.
Liu M, Yu X, Huang F, Cen S, Zhong G, Xiang Z. Tis- sue engineering stratified scaffolds for articular cartila- ge and subchondral bone defects repair. Orthopedics. 2013; 36 (11): 868–873. doi: 10.3928.
Barnabe C, Bessette L, Flanagan C, Leclercq S, Stei- man A, Kalache F et al. Sex differences in pain scores and localization in inflammatory arthritis: a systematic review and metaanalysis. J. Rheumatol. 2012; 39 (6): 1221–1230. doi: 10.3899.
Grønning K, Midttun L, Steinsbekk A. Patients' con- fidence in coping with arthritis after nurse-led educa- tion; a qualitative study. BMC Nurs. 2016; 15: 28. doi: 10.1186.
Hoenig E, Leicht U, Winkler T, Mielke G, Beck K, Pe- ters F et al. Mechanical properties of native and tissue- engineered cartilage depend on carrier permeability: a bioreactor study. Tissue Eng. Part A. 2013; 19 (13–14): 1534–1542. doi: 10.1089.
Schindler OS. Current concepts of articular cartilage re- pair. Acta Orthop. Belg. 2011; 77 (6): 709–726. PMID: 22308614.
Советников НН, Кальсин ВА, Коноплянников МА, Муханов ВВ. Клеточные технологии и тканевая инженерия в лечении дефектов суставной поверхнос- ти. Клиническая практика. 2013; 1: 52–66. Sovetni- kov NN, Kalsin VA, Konoplyannikov MA, Mukhanov VV. Сell technologies and tissue engineering in the treat- ment of articular chondral defects. Klinicheskaja prakti- ka. 2013; 1: 52–66 [In Russ, English abstract].
Oussedik S, Tsitskaris K1, Parker D. Treatment of arti- cular cartilage lesions of the knee by microfracture or autologous chondrocyte implantation: a systematic re- view. Arthroscopy. 2015; 31 (4): 732–744. doi: 10.1016.
Keeling JJ, Gwinn DE, McGuigan FX. A comparison of open versus arthroscopic harvesting of osteochondral autografts. Knee. 2009; 16 (6): 458–462. doi: 10.1016.; Brittberg M. Autologous chondrocyte implantation – technique and long-term follow-up. Injury. 2008; 39: S40–S49. doi: 10.1016.
Madeira C, Santhagunam A, Salgueiro JB, Cabral JM. Advanced cell therapies for articular cartilage regene- ration. Trends Biotechnol. 2015; 33 (1): 35–42. doi: 10.1016.
Shen Y, Fu Y, Wang J, Li G, Zhang X, Xu Y et al. Bioma- terial and mesenchymal stem cell for articular cartilage reconstruction. Curr. Stem. Cell Res. Ther. 2014; 9 (3): 254–267. PMID: 24524788.
Ashraf S, Bouhana KS, Pheneger J, Andrews SW, Walsh DA. Selective inhibition of tropomyosin-recep- tor-kinase A (TrkA) reduces pain and joint damage in two rat models of inflammatory arthritis. Arthritis Res. Ther. 2016; 18 (1): 97. doi: 10.1186.
Kreuz PC, Müller S, Erggelet C, von Keudell A, Ti- scher T, Kaps C et al. Is gender influencing the biome- chanical results after autologous chondrocyte implanta- tion? Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 2014; 22 (1): 72–79. doi: 10.1007.
Petri M, Broese M, Simon A, Liodakis E, Ettinger M, Guenther D et al. CaReS (MACT) versus microfracture in treating symptomatic patellofemoral cartilage de- fects: a retrospective matched-pair analysis. J. Orthop. Sci. 2013; 18 (1): 38–44. doi: 10.1007.
Wylie JD, Hartley MK, Kapron AL, Aoki SK, Maak TG. What is the effect of matrices on cartilage repair? Clin. Orthop. Relat. Res. 2015; 473 (5): 1673–1682. doi: 10.1007.
Stoltz JF, Huselstein C, Schiavi J, Li YY, Bensoussan D et al. Human stem cells and articular cartilage tissue engineering. Curr. Pharm. Biotechnol. 2012; 13 (15): 2682–2691. PMID: 23072395.
Shahin K, Doran PM. Strategies for Enhancing the Ac- cumulation and Retention of Extracellular Matrix in Tissue-Engineered Cartilage Cultured in Bioreactors. PLoS One. 2011; 6 (8): e23119. doi: 10.1371.
Mabvuure N, Hindocha S, Khan WS. The role of biore- actors in cartilage tissue engineering. Curr. Stem. Cell Res. Ther. 2012; 7 (4): 287–292. PMID: 22563665.
Chen HC, Lee HP, Ho YC, Sung ML, Hu YC. Combina- tion of baculovirus-mediated gene transfer and rotating- shaft bioreactor for cartilage tissue engineering. Bioma- terials. 2006; 27 (16): 3154–3162. PMID: 22563665.
Frisch J, Venkatesan JK, Rey-Rico A, Madry H, Cucchi- arini M. Current progress in stem cell-based gene therapy for articular cartilage repair. Curr. Stem. Cell Res. Ther. 2015; 10 (2): 121–131. PMID: 25245889.
Chen HC, Chang YH, Chuang CK, Lin CY, Sung LY, Wang YH et al. The repair of osteochondral defects using baculovirus-mediated gene transfer with de-diffe- rentiated chondrocytes in bioreactor culture. Biomateri- als. 2009; 30 (4): 674–681. doi: 10.1016.
Strioga M, Viswanathan S, Darinskas A, Slaby O, Mich- alek J. Same or not the same? Comparison of adipose tissue derived versus bone marrow-derived mesenchy- mal stem and stromal cells. Stem. Cells and Develop- ment. 2012; 21 (14): 2724–2752. doi: 10.1089.
Деев РВ. Анализ рынка клеточных препаратов для коррекции патологии скелетных тканей. Клеточная трансплантология и тканеваяинженерия. 2006; 2 (4): 78–83. Deev RV. Market analysis of cell prepa- rations for correction of the pathology of the skeletal tissues. Cell Transplantology and Tissue Engineering. 2006; 2 (4): 78–83 [In Russ].
Redman SN, Oldfield SF, Archer CW. Сurrent strategies for articular cartilage repair. European Cells and Mate- rials. 2005; 9: 23–32. PMID: 15830323.
Gabrion A, Aimedieu P, Laya Z, Havet E, Mertl P, Gre- be R et al. Relationship between ultrastructure and bio- mechanical properties of the knee meniscus. Surg. Ra- diol. Anat. 2005; 27 (6): 507–510. PMID: 16308664.
Madry H, Luyten FP and Facchini A. Biological aspects of early osteoarthritis. Knee Surg. Sports Traumatol. Ar- throsc. 2012; 20 (3): 407–422. doi: 10.1007.
Sanjurjo-Rodríguez C, Martínez-Sánchez AH, Hermida- Gómez T, Fuentes-Boquete I, Díaz-Prado S, Blanco FJ. Differentiation of human mesenchymal stromal cells cultured on collagen sponges for cartilage repair. Histol. Histopathol. 2016; 31 (11): 1221–1239. doi: 10.14670.
Spees JL, Lee RH, Gregory CA. Mechanisms of mesen- chymal stem/stromal cell function. Stem. Cell Res. Ther. 2016; 7 (1): 125. doi: 10.1186.
Margeret RW, Gangadhar MU, Holly AL, Jeremy LC, Charles ES, Moorman CT et al. High body mass index is associated with increased diurnal strains in the articu- lar cartilage of the knee. Arthritis & Rheumatism. 2013; 65 (10): 2615–2622. doi: 10.1002.
Bhosale AM, Richardson JB. Articular cartilage: struc- ture, injuries and review of management. Br. Med. Bull. 2008; 87: 77–95. doi: 10.1093.
Loeser RF. Integrins and chondrocyte-matrix interac- tions in articular cartilage. Matrix Biol. 2014; 39: 11– 16. doi: 10.1016.
Vanden Berg-Foels WS, Scipioni L, Huynh C, Wen X. Helium ion microscopy for high-resolution visualiza- tion of the articular cartilage collagen network. J. Mi- crosc. 2012; 246: 168–176. doi: 10.1111.
Muzzarelli RA, Greco F, Busilacchi A, Sollazzo V, Gi- gante A. Chitosan, hyaluronan and chondroitin sulfate in tissue engineering for cartilage regeneration: a re- view. Carbohydr. Polym. 2012; 89 (3): 723–739. doi: 10.1016.
Fisher SA, Tam RY, Shoichet MS. Tissue mimetics: engi- neered hydrogel matrices provide biomimetic environ- ments for cell growth. Tissue Engineering. 2014; 20 (5, 6): 895–898. doi: 10.1089.
Севастьянов ВИ, Перова НВ. Инъекционный гетеро- генный биополимерный гидрогель для заместитель- ной и регенеративной хирургии и способ его полу- чения. 2011; Патент РФ № 2433828. Sevast'janov VI, Perova NV. In#ekcionnyj geterogennyj biopolimernyj gidrogel' dlja zamestitel'noj i regenerativnoj hirurgii i sposob ego poluchenija. 2011; Patent RF № 2433828.
Соловьева ИВ, Шестерня Н, Перова НВ, Севастья- нов ВИ. Комбинированное применение биополимер- ного гетерогенного гидрогеля и гиалуроновой кис- лоты при ОА (первый опыт). Врач. 2016; 1: 12–17. Solov'eva IV, Shesternja N, Perova NV, Sevast'janov VI. Kombinirovannoe primenenie biopolimernogo getero- gennogo gidrogelja i gialuronovoj kisloty pri OA (per- vyj opyt). Vrach. 2016; 1: 12–17 [In Russ].
Федяков АГ, Древаль ОН, Севастьянов ВИ, Перо- ва НВ, Кузнецов АВ, Чапандзе ГН. Эксперименталь- но-клиническое обоснование применения биодегра- дируемых имплантатов в хирургическом лечении поражений периферических нервов. Вопросы нейрохирургии им. Н.Н. Бурденко. 2010; 3: 15–18. Fe- djakov AG, Dreval' ON, Sevast'janov VI, Perova NV, Kuznecov AV, Chapandze GN. Jeksperimental'no-kli- nicheskoe obosnovanie primenenija biodegradiruemyh implantatov v hirurgicheskom lechenii porazhenij peri- fericheskih nervov. Voprosy nejrohirurgii im. N.N. Bur- denko. 2010; 3: 15–18 [In Russ].
Farrell E, O'Brien FJ, Doyle P, Fischer J, Yannas I, Harley BA et al. A collagen-glycosaminoglycan scaffold supports adult rat mesenchymal stem cell differentiation along osteogenic and chondrogenic routes. Tissue Eng. 2006; 12 (3): 459–468. PMID: 16579679.
Cheng NC, Estes BT, Awad HA, Guilak F. Chondrogenic differentiation of adipose-derived adult stem cells by a porous scaffold derived from native articular cartilage extracellular matrix. Tissue Eng. Part A. 2009; 15 (2): 231–241. doi: 10.1089.
Sutherland AJ, Converse GL, Hopkins RA, Detamo- re MS. The bioactivity of cartilage extracellular matrix in articular cartilage regeneration. Adv. Health Mater. 2015; 4 (1): 29–39. doi: 10.1002.
Ye K, Felimban R, Moulton SE, Wallace GG, Di Bella C, Traianedes K et al. Bioengineering of articular cartila- ge: past, present and future. Regen. Med. 2013; 8 (3): 333–349. doi: 10.2217.
Williams RJ, Niederauer GG. Articular Cartilage Resur- facing Using Synthetic Resorbable Scaffolds in book: Cartilage repair strategies, edited by Williams R.J., Hu- mana Press, Totowa, New Jersey, 2007; 115–136.
Ahmed TA, Hincke MT. Mesenchymal stem cell-based tissue engineering strategies for repair of articular carti- lage. Histol. Histopathol. 2014; 29 (6): 669–689. PMID: 24452855.
Nava MM, Draghi L, Giordano C, Pietrabissa R. The effect of scaffold pore size in cartilage tissue enginee- ring. J. Appl. Biomater. Funct. Mater. 2016; 14 (3): e223–е229. doi: 10.5301.
Danisovic L, Varga I, Polak. Growth factors and chond- rogenic differentiation of mesenchymal stem cells. Tis- sue Cell. 2012; 44: 69–73. doi: 10.1016.
Indrawattana N, Chen G, Tadokoro M, Shann LH, Oh- gushi H, Tateishi T et al. Growth factor combination for chondrogenic induction from human mesenchymal stem cell. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004; 320: 914–919. PMID: 15240135.
Surguchenko VA, Ponomareva AS, Kirsanova LA, Ska- leckij NN, Sevastianov VI. The cell-engineered cons- truct of cartilage on the basis of biopolymer hydrogel matrix and human adipose tissue-derived mesenchymal stromal cells (in vitro study). J. Biomed. Mater. Res. 2015; 103A (2): 463–470.
Севастьянов ВИ. Технологии тканевой инженерии и регенеративной медицины. Вестник трансплан- тологии и искусственных органов. 2014; 16 (3): 93–108. Sevast'yanov VI. Tekhnologii tkanevoj inzhe- nerii i regenerativnoj mediciny. Vestnik transplantologii i iskusstvennyh organov. 2014; 16 (3): 93–108.
Севастьянов ВИ, Духина ГА, Пономарева АС, Кир- санова ЛА, Перова НВ, Скалецкий НН. Биомедицин- ский клеточный продукт для регенерации суставно- го хряща: биосовместимые и гистоморфологические свойства (экспериментальная модель подкожной имплантации). Перспективные материалы. 2014; 10: 28–39. Sevast'yanov VI, Duhina GA, Ponomare- va AS, Kirsanova LA, Perova NV, Skaleckij NN. Biome- dicinskij kletochnyj produkt dlya regeneracii sustavno- go hryashcha: biosovmestimye i gistomorfologicheskie svojstva (ehksperimental'naya model' podkozhnoj im- plantacii). Perspektivnye materialy. 2014; 10: 28–39.
Huey DJ, Hu JC, Athanasiou KA. Unlike bone, carti- lage regeneration remains elusive. Science. 2012; 338: 917–921. doi: 10.1126.
Makris EA, Hu JC, Athanasiou KA. Hypoxia-induced collagen crosslinking as a mechanism for enhancing mechanical properties of engineered articular cartila- ge. Osteoarthritis Cartilage. 2013; 21: 634–641. doi: 10.1016.
Makris EA, MacBarb RF, Responte DJ, Hu JC, Athana- siou KA. A copper sulfate and hydroxylysine treatment regimen for enhancing collagen cross-linking and bio- mechanical properties in engineered neocartilage. FA- SEB J. 2013; 27: 2421–2430. doi: 10.1096.
Gunja NJ, Uthamanthil RK, Athanasiou KA. Effects of TGF-β1 and hydrostatic pressure on meniscus cell- seeded scaffolds. Biomaterials. 2009; 30: 565–573. doi: 10.1016.
Makris EA, MacBarb RF, Paschos NK, Hu JC, Athana- siou KA. Combined use of chondroitinase ABC, TGF- β1, and collagen crosslinking agent lysyl oxidase to engineer functional neotissues for fibrocartilage repair. Biomaterials. 2014; 35: 6787–6796. doi: 10.1016.
Mahmoudifar N, Doran PM. Effect of seeding and bio- reactor culture conditions on the development of human tissue-engineered cartilage. Tissue Eng. 2006; 12 (6): 1675–1685. PMID: 16846362.
He B, Wu JP, Kirk TB, Carrino JA, Xiang C, Xu J. High- resolution measurements of the multilayer ultra-struc- ture of articular cartilage and their translational potenti- al. Arthritis Res. Ther. 2014; 16 (2): 205. doi: 10.1186.
Emin N, Koç A, Durkut S, Elçin AE, Elçin YM. Enginee- ring of rat articular cartilage on porous sponges: effects of tgf-beta 1 and microgravity bioreactor culture. Artif. Cells Blood Substit. Immobil. Biotechnol. 2008; 36 (2): 123–137. doi: 10.1080.
2. Gemmiti CV, Guldberg RE. Fluid flow increases type II collagen deposition and tensile mechanical properties in bioreactor-grown tissue-engineered cartilage. Tissue Eng. 2006; 12 (3): 469–479. PMID: 16579680.
Darling EM, Athanasiou KA. Articular cartilage biore- actors and bioprocesses. Tissue Eng. 2003; 9 (1): 9–26. PMID: 12625950.
Schulz RM, Bader A. Cartilage tissue engineering and bioreactor systems for the cultivation and stimulation of chondrocytes. Eur. Biophys. J. 2007; 36 (4–5): 539–568. PMID: 17318529.
Guha Thakurta S, Kraft M, Viljoen HJ, Subramanian A. Enhanced depth-independent chondrocyte proliferation and phenotype maintenance in an ultrasound bioreac- tor and an assessment of ultrasound dampening in the scaffold. Acta Biomater. 2014; 10 (11): 4798–4810. doi: 10.1016.
Yu H, Kim J, H, Lewis M, Wall I. Impact of mechanical stretch on the cell behaviors of bone and surrounding tissues. J. Tissue Eng. 2016; 7: 2041731415618342. doi: 10.1177.
Guha Thakurta S, Budhiraja G, Subramanian A. Growth factor and ultrasound-assisted bioreactor synergism for human mesenchymal stem cell chondrogenesis. J. Tis- sue Eng. 2015; 6: 1–13. doi: 10.1177.
Subramanian A, Turner JA, Budhiraja G. Ultrasonic bioreactor as a platform for studying cellular response. Tissue Eng. Part C Methods. 2013; 19: 244–255. doi: 10.1089.
Wang TW, Wu HC, Wang HY, Lin FH, Sun JS. Regula- tion of adult human mesenchymal stem cells into os- teogenic and chondrogenic lineages by different biore- actor systems. J. Biomed. Mater. Res. A. 2009; 88 (4): 935–946. doi: 10.1002.
10. Brown AN, Kim BS, Alsberg E, Mooney DJ. Combining chondrocytes and smooth muscle cells to engineer hyb- rid soft tissue constructs. Tissue Eng. 2000; 6 (4): 297– 305. PMID: 10992427.
Hu JC, Athanasiou KA. Low-density cultures of bovi- ne chondrocytes: effects of scaffold material and cul- ture system. Biomaterials. 2005; 26 (14): 2001–2012. PMID: 15576174.
Janjanin S, Li WJ, Morgan MT, Shanti RM, Tuan RS. Mold-shaped, nanofiber scaffold-based cartilage engi- neering using human mesenchymal stem cells and bio- reactor. J. Surg. Res. 2008; 149 (1): 47–56. doi: 10.1016.
Mellor LF, Baker TL, Brown RJ, Catlin LW, Oxford JT. Optimal 3D culture of primary articular chondrocy- tes for use in the rotating wall vessel bioreactor. Avi- at. Space Environ. Med. 2014; 85 (8): 798–804. doi: 10.3357.
Augst A, Marolt D, Freed LE, Vepari C, Meinel L, Far- ley M et al. Effects of chondrogenic and osteogenic re- gulatory factors on composite constructs grown using human mesenchymal stem cells, silk scaffolds and bioreactors. J. R. Soc. Interface. 2008; 5 (25): 929–939. doi: 10.1098.
Kang H, Lu S, Peng J, Yang Q, Liu S, Zhang L, Huang J et al. Chondrogenic differentiation of human adipo- se derived stem cells using microcarrier and bioreactor combination technique. Mol. Med. Rep. 2015; 11 (2): 1195–1199. doi: 10.3892.
Li W, Jiang YJ, Tuan RS. Cell-nanofiber-based Carti- lage Tissue Engineering using Improved Cell Seeding, Growth Factor, and Bioreactor Technologies. Tissue Eng. Part A. 2008; 14 (5): 639–648. doi: 10.1089.
Akmal M, Anand A, Anand B, Wiseman M, Goodship AE, Bentley G. The culture of articular chondrocytes in hy- drogel constructs within a bioreactor enhances cell pro- liferation and matrix synthesis. J. Bone Joint Surg. Br. 2006; 88 (4): 544–553.
Chang CH, Lin FH, Lin CC, Chou CH, Liu HC. Cartila- ge tissue engineering on the surface of a novel gelatin- calcium-phosphate biphasic scaffold in a double-cham- ber bioreactor. J. Biomed. Mater. Res. B Appl. Biomater. 2004; 71 (2): 313–321. PMID: 15386400.
Chen T, Buckley M, Cohen I, Bonassar L, Awad HA. In- sights into interstitial flow, shear stress, and mass trans- port effects on ECM heterogeneity in bioreactor-culti- vated engineered cartilage hydrogels. Biomech. Model Mechanobiol. 2012; 11 (5): 689–702. doi: 10.1007.
Mizuno S, Allemann F, Glowacki J. Effects of medium perfusion on matrix production by bovine chondrocytes in three-dimensional collagen sponges. J. Biomed. Ma- ter. Res. 2001; 56 (3): 368–375. PMID: 11372054.
Sun S, Ren Q, Wang D, Zhang L, Wu S, Sun XT. Repai- ring cartilage defects using chondrocyte and osteoblast composites developed using a bioreactor. Chin. Med. J. (Engl.). 2011; 124 (5): 758–763. PMID: 21518572.
Lio J, Guo X, Grande-Allen KJ, Kasper FK, Mikos AG. Bioactive polymer/extracellular matrix scaffolds fa- bricated with a flow perfusion bioreactor for cartilage tissue engineering. Biomaterials. 2010; 31 (34): 8911– 8920. doi: 10.1016.
Pazzano D, Mercier KA, Moran JM, Fong SS, DiBia- sio DD, Rulfs JX, Kohles SS, Bonassar LJ. Comparison of chondrogenesis in static and perfused bioreactor cul- ture. Biotechnol. Prog. 2000; 16 (5): 893–896. PMID: 11027186.
Davisson T, Sah RL, Ratcliffe A. Perfusion increases cell content and matrix synthesis in chondrocyte three- dimensional cultures. Tissue Eng. 2002; 8 (5): 807–816. PMID: 12459059.
Tran SC, Cooley AJ, Elder SH. Effect of a mechanical stimulation bioreactor on tissue engineered, scaffold- free cartilage. Biotechnol. Bioeng. 2011; 108 (6): 1421– 1429. doi: 10.1002.
Santoro R, Olivares AL, Brans G, Wirz D, Longinotti C, Lacroix D et al. Bioreactor based engineering of large- scale human cartilage grafts for joint resurfacing. Bio- materials. 2010; 31 (34): 8946–8952. doi: 10.1016.
Mahmoudifar N, Doran PM. Tissue engineering of hu- man cartilage in bioreactors using single and composite cell-seeded scaffolds. Biotechnol. Bioeng. 2005; 91 (3): 338–355. PMID: 15959891.
Millward-Sadler SJ, Wright MO, Davies LW, Nuki G, Salter DM. Mechanotransduction via integrins and in- terleukin-4 results in altered aggrecan and matrix me- talloproteinase 3 gene expression in normal, but not osteoarthritic, human articular chondrocytes. Arthritis Rheum. 2000; 43 (9): 2091–2099. PMID: 11014361.
Fukuda K, Asada S, Kumano F, Saitoh M, Otani K, Ta- naka S. Cyclic tensile stretch on bovine articular chon- drocytes inhibits protein kinase C activity. J. Lab. Clin. Med. 1997; 130 (2): 209–215. PMID: 9280149.
Domm C, Fay J, Schünke M, Kurz B. Redifferentiati- on of dedifferentiated joint cartilage cells in alginate culture. Effect of intermittent hydrostatic pressure and low oxygen partial pressure. Orthopade. 2000; 29 (2): 91–99. PMID: 10743629.
Angele P, Schumann D, Angele M, Kinner B, Englert C, Hente R et al. Cyclic, mechanical compression enhan- ces chondrogenesis of mesenchymal progenitor cells in tissue engineering scaffolds. Biorheology. 2004; 41 (3–4): 335–346. PMID: 15299266.
Davisson T, Kunig S, Chen A, Sah R, Ratcliffe A. Static and dynamic compression modulate matrix metabolism in tissue engineered cartilage. J. Orthop. Res. 2002; 20 (4): 842–848. PMID: 12168676.
Hunter CJ, Imler SM, Malaviya P, Nerem RM, Leven- ston ME. Mechanical compression alters gene expres- sion and extracellular matrix synthesis by chondrocytes cultured in collagen I gels. Biomaterials. 2002; 23 (4): 1249–1259. PMID: 11791929.
Hunter CJ, Mouw JK, Levenston ME. Dynamic com- pression of chondrocyte-seeded fibrin gels: effects on matrix accumulation and mechanical stiffness. Os- teoarthritis Cartilage. 2004; 12 (2): 117–130. PMID: 11791929.
Mauck RL, Wang CC, Oswald ES, Ateshian GA, Hung CT. The role of cell seeding density and nutrient supply for articular cartilage tissue engineering with de- formational loading. Osteoarthritis Cartilage. 2003; 11 (12): 879–890. PMID: 14629964.
Déarteau O, Jakob M, Schäfer D, Heberer M, Mar- tin I. Development and validation of a bioreactor for physical stimulation of engineered cartilage. Biorheolo- gy. 2003; 40 (1–3): 331–336. PMID: 12454423.
Wang N, Grad S, Stoddart MJ, Niemeyer P, Südkamp NP, Pestka J et al. Bioreactor-Induced Chondrocyte Matura- tion Is Dependent on Cell Passage and Onset of Loa- ding. Cartilage. 2013; 4 (2): 165–176. doi: 10.1177.
Gharravi AM, Orazizadeh M, Ansari-Asl K, Banoni S, Izadi S, Hashemitabar M. Design and fabrication of anatomical bioreactor systems containing alginate scaf- folds for cartilage tissue engineering. Avicenna J. Med. Biotechnol. 2012; 4 (2): 65–74. PMID: 23408660.
Kisiday JD, Jin M, DiMicco MA, Kurz B, Grodzinsky AJ. Effects of dynamic compressive loading on chondrocy- te biosynthesis in self-assembling peptide scaffolds. J. Biomech. 2004; 37 (5): 595–604. PMID: 15046988.
Mizuno S, Tateishi T, Ushida T, Glowacki J. Hydrosta- tic fluid pressure enhances matrix synthesis and accu- mulation by bovine chondrocytes in three-dimensional culture. J. Cell Physiol. 2002; 193 (3): 319–327. PMID: 12384984.
Heath CA. The effects of physical forces on cartilage tissue engineering. Biotechnol. Genet. Eng. Rev. 2000; 17: 533–551. PMID: 11255680.
Schulz RM, Wüstneck N, van Donkelaar CC, Shel- ton JC, Bader A. Development and validation of a novel bioreactor system for load- and perfusion-controlled tis- sue engineering of chondrocyte-constructs. Biotechnol. Bioeng. 2008; 101 (4): 714–728. doi: 10.1002.
Wang N, Chen J, Zhang G, Chai W. Chondrogenesis of passaged chondrocytes induced by different dynamic loads in bioreactor. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2013; 27 (7): 786–792. PMID: 24063164.
Tarng YW, Huang BF, Su FC. A novel recirculating flow- perfusion bioreactor for periosteal chondrogenesis. Int. Orthop. 2012; 36 (4): 863–868. doi: 10.1007.
Louw TM, Budhiraja G, Viljoen HJ. Mechanotransduc- tion of ultrasound is frequency dependent below the cavitation threshold. Ultrasound Med. Biol. 2013; 39: 1303–1319. doi: 10.1016.
Whitney NP, Lamb AC, Louw TM. Integrin-mediated mechanotransduction pathway of low-intensity conti- nuous ultrasound in human chondrocytes. Ultrasound Med. Biol. 2012; 38: 1734–1743. doi: 10.1016.
Klöckner W, Diederichs S, Büchs J. Orbitally shaken single-use bioreactors. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2014; 138: 45–60. doi: 10.1007.146-2.
Bouchet BY, Colón M, Polotsky A, Shikani AH, Hun- gerford DS, Frondoza CG. Beta-1 integrin expression by human nasal chondrocytes in microcarrier spinner culture. J. Biomed. Mater. Res. 2000; 52 (4): 716–724. PMID: 11033555.
Kuo CK, Li WJ, Mauck RL, Tuan RS. Cartilage tissue engineering: its potential and uses. Curr. Opin. Rheuma- tol. 2006; 18: 64. PMID: 16344621.
Lappa M. Organic tissues in rotating bioreactors: fluid- mechanical aspects, dynamic growth models, and mor- phological evolution. Biotechnol. Bioeng. 2003; 84: 518. PMID: 14574686.
Sacco R, Causin P, Zunino P, Raimondi MT. A multi- physics/multiscale 2D numerical simulation of scaffold- based cartilage regeneration under interstitial perfusion in a bioreactor. Biomech. Model Mechanobiol. 2011; 10 (4): 577–589. doi: 10.1007.
Khan AA, Surrao DC. The importance of bicarbonate and nonbicarbonate buffer systems in batch and conti- nuous flow bioreactors for articular cartilage tissue en- gineering. Tissue Eng. Part C Methods. 2012; 18 (5): 358–368. doi: 10.1089.
Forsey RW, Tare R, Oreffo RO, Chaudhuri JB. Perfusi- on bioreactor studies of chondrocyte growth in alginate- chitosan capsules. Biotechnol. Appl. Biochem. 2012; 59 (2): 142–152. doi: 10.1002.
Wendt D, Marsano A, Jakob M, Heberer M, Martin I. Oscillating perfusion of cell suspensions through three- dimensional scaffolds enhances cell seeding efficiency and uniformity. Biotechnol. Bioeng. 2003; 84 (2): 205– 214. PMID: 12966577.181/2.
Sun S, Ren Q, Wang D, Zhang L, Wu S, Sun XT. Repai- ring cartilage defects using chondrocyte and osteoblast composites developed using a bioreactor. Chin. Med. J. (Engl.). 2011; 124 (5): 758–763. PMID: 21518572.
Heath CA. The effects of physical forces on cartilage tissue engineering. Biotechnol. Genet. Eng. Rev. 2000; 17: 533–551. PMID: 11255680.
Schulz RM, Wüstneck N, van Donkelaar CC, Shel- ton JC, Bader A. Development and validation of a novel bioreactor system for load- and perfusion-controlled tis- sue engineering of chondrocyte-constructs. Biotechnol. Bioeng. 2008; 101 (4): 714–728. doi: 10.1002.
Wang N, Chen J, Zhang G, Chai W. Chondrogenesis of passaged chondrocytes induced by different dynamic loads in bioreactor. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2013; 27 (7): 786–792. PMID: 24063164.
Tarng YW, Huang BF, Su FC. A novel recirculating flow- perfusion bioreactor for periosteal chondrogenesis. Int. Orthop. 2012; 36 (4): 863–868. doi: 10.1007.
Louw TM, Budhiraja G, Viljoen HJ. Mechanotransduc- tion of ultrasound is frequency dependent below the cavitation threshold. Ultrasound Med. Biol. 2013; 39: 1303–1319. doi: 10.1016.
Whitney NP, Lamb AC, Louw TM. Integrin-mediated mechanotransduction pathway of low-intensity conti- nuous ultrasound in human condrocytes. Ultrasound Med. Biol. 2012; 38: 1734–1743. doi: 10.1016.
Klöckner W, Diederichs S, Büchs J. Orbitally shaken single-use bioreactors. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 2014; 138: 45–60. doi: 10.1007.146-2.
Bouchet BY, Colón M, Polotsky A, Shikani AH, Hun- gerford DS, Frondoza CG. Beta-1 integrin expression by human nasal chondrocytes in microcarrier spinner culture. J. Biomed. Mater. Res. 2000; 52 (4): 716–724. PMID: 11033555.
Kuo CK, Li WJ, Mauck RL, Tuan RS. Cartilage tissue engineering: its potential and uses. Curr. Opin. Rheuma- tol. 2006; 18: 64. PMID: 16344621.
Lappa M. Organic tissues in rotating bioreactors: fluid- mechanical aspects, dynamic growth models, and mor- phological evolution. Biotechnol. Bioeng. 2003; 84: 518. PMID: 14574686.
Sacco R, Causin P, Zunino P, Raimondi MT. A multi- physics/multiscale 2D numerical simulation of scaffold- based cartilage regeneration under interstitial perfusion in a bioreactor. Biomech. Model Mechanobiol. 2011; 10 (4): 577–589. doi: 10.1007.
Khan AA, Surrao DC. The importance of bicarbonate and nonbicarbonate buffer systems in batch and conti- nuous flow bioreactors for articular cartilage tissue en- gineering. Tissue Eng. Part C Methods. 2012; 18 (5): 358–368. doi: 10.1089.
Forsey RW, Tare R, Oreffo RO, Chaudhuri JB. Perfusi- on bioreactor studies of chondrocyte growth in alginate- chitosan capsules. Biotechnol. Appl. Biochem. 2012; 59 (2): 142–152. doi: 10.1002.
Wendt D, Marsano A, Jakob M, Heberer M, Martin I. Oscillating perfusion of cell suspensions through three- dimensional scaffolds enhances cell seeding efficiency and uniformity. Biotechnol. Bioeng. 2003; 84 (2): 205– 214. PMID: 12966577.181/2.
Sun S, Ren Q, Wang D, Zhang L, Wu S, Sun XT. Repai- ring cartilage defects using chondrocyte and osteoblast composites developed using a bioreactor. Chin. Med. J. (Engl.). 2011; 124 (5): 758–763. PMID: 21518572.
De Maria C, Giusti S, Mazzei D, Crawford A, Ahlu- walia A. Squeeze pressure bioreactor: a hydrodyna- mic bioreactor for noncontact stimulation of cartilage constructs. Tissue Eng. Part C Methods. 2011; 17 (7): 757–764. doi: 10.1089.
Lee CR, Grodzinsky AJ, Hsu HP, Spector M. Effects of a cultured autologous chondrocyte-seeded type II col- lagen scaffold on the healing of a chondral defect in a canine model. J. Orthop. Res. 2003; 21 (2): 272–281. PMID: 12568959.
Graff RD, Lazarowski ER, Banes AJ, Lee GM. ATP re- lease by mechanically loaded porcine chondrons in pel- let culture. Arthritis Rheum. 2000; 43 (7): 1571–1579. PMID: 10902762.
Mauck RL, Seyhan SL, Ateshian GA, Hung CT. Influ- ence of seeding density and dynamic deformational loa- ding on the developing structure/function relationships of chondrocyte-seeded agarose hydrogels. Ann. Biomed. Eng. 2002; 30 (8): 1046–1056. PMID: 12449765.
Hung CT, Mauck RL, Wang CC, Lima EG, Ateshian GA. A paradigm for functional tissue engineering of articu- lar cartilage via applied physiologic deformational loa- ding. Ann. Biomed. Eng. 2004; 32 (1): 35–49. PMID: 14964720.
Kisiday JD, Jin M, DiMicco MA, Kurz B, Grodzinsky AJ. Effects of dynamic compressive loading on chondrocy- te biosynthesis in self-assembling peptide scaffolds. J. Biomech. 2004; 37 (5): 595–604. PMID: 15046988.
Jin M, Frank EH, Quinn TM, Hunziker EB, Grodzins- ky AJ. Tissue shear deformation stimulates proteoglycan and protein biosynthesis in bovine cartilage explants. Arch. Biochem. Biophys. 2001; 395 (1): 41–48. PMID: 11673864.
Laganà K, Moretti M, Dubini G, Raimondi MT. A new bioreactor for the controlled application of complex me- chanical stimuli for cartilage tissue engineering. Proc. Inst. Mech. Eng. H. 2008; 222 (5): 705–715. PMID: 18756689.
Chen HC, Lee HP, Sung ML, Liao CJ, Hu YC. A novel rotating-shaft bioreactor for two-phase cultivation of tissue-engineered cartilage. Biotechnol. Prog. 2004; 20 (6): 1802–1809. PMID: 15575715.
Lu CH, Lin KJ, Chiu HY, Chen CY, Yen TC, Hwang SM et al. Improved chondrogenesis and engineered cartila- ge formation from TGF-β3-expressing adipose-derived stem cells cultured in the rotating-shaft bioreactor. Tis- sue Eng. Part A. 2012; 18 (19–20): 2114–2124. doi: 10.1089.
Yusoff N, Abu Osman NA, Pingguan-Murphy B. Design and validation of a bi-axial loading bioreactor for me- chanical stimulation of engineered cartilage. Med. Eng. Phys. 2011; 33 (6): 782–788. doi: 10.1016.
Camarero-Espinosa S, Rothen-Rutishauser B, Fos- ter EJ, Weder C. Articular cartilage: from formation to tissue engineering. Biomater. Sci. 2016; 26; 4 (5): 734– 767. doi: 10.1039.
Stoffel M, Yi JH, Weichert D, Zhou B, Nebelung S, Mül- ler-Rath R et al. Bioreactor cultivation and remodelling simulation for cartilage replacement material. Med. Eng. Phys. 2012; 34 (1): 56–63. doi: 10.1016.
Spitters TW, Leijten JC, Deus FD, Costa IB, van Apel- doorn AA, van Blitterswijk CA et al. A dual flow bio- reactor with controlled mechanical stimulation for car- tilage tissue engineering. Tissue Eng. Part C Methods. 2013; 19 (10): 774–783. doi: 10.1089.
Ye G, Zhang F, Shi H. Research progress of bioreac- tor biophysical factors in cartilage tissue engineering. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 2013; 27 (7): 810–813. PMID: 24063168.
Ficklin TP, Davol A, Klisch SM. Simulating the growth of articular cartilage explants in a permeation bioreactor to aid in experimental protocol design. J. Biomech. Eng. 2009; 131 (4): 041008. doi: 10.1115.
Kallemeyn NA, Grosland NM, Pedersen DR, Martin JA, Brown TD. Loading and boundary condition influences in a poroelastic finite element model of cartilage stres- ses in a triaxial compression bioreactor. Iowa Orthop. J. 2006; 26: 5–16. PMID: 16789442.
Hussein MA, Esterl S, Pörtner R, Wiegandt K, Becker T. On the lattice Boltzmann method simulation of a two- phase flow bioreactor for artificially grown cartila- ge cells. J. Biomech.; 2010, 41 (16): 3455–3461. doi: 10.1016.
Raimondi MT, Causin P, Mara A, Nava M, Laganà M, Sacco R. Breakthroughs in computational modeling of cartilage regeneration in perfused bioreactors. IEEE Trans. Biomed. Eng. 2011; 58 (12): 3496–3499. doi: 10.1109.
Nikolaev NI, Obradovic B, Versteeg HK, Lemon G, Wil- liams DJ. A validated model of GAG deposition, cell distribution, and growth of tissue engineered cartilage cultured in a rotating bioreactor. Biotechnol. Bioeng. 2010; 105 (4): 842–853. doi: 10.1002.
Shakhawath Hossain M, Bergstrom DJ, Chen XB. A mathematical model and computational framework for three-dimensional chondrocyte cell growth in a porous tissue scaffold placed inside a bi-directional flow per- fusion bioreactor. Biotechnol. Bioeng. 2015; 112 (12): 2601–2610. doi: 10.1002.
Cinbiz MN, Tığli RS, Beşkardeş IG, Gümüşderelioğlu M, Colak U. Computational fluid dynamics modeling of momentum transport in rotating wall perfused bioreac- tor for cartilage tissue engineering. J. Biotechnol. 2010; 150 (3): 389–395. doi: 10.1016.
Mastbergen SC, Saris DB, Lafeber FP. Functional arti- cular cartilage repair: here, near, or is the best approach not yet clear? Nat. Rev. Rheumatol. 2013; 9 (5): 277– 290. doi: 10.1038.