Г.Н. Скалецкая, Н.Н. Скалецкий, В.И. Севастьянов
ФГБУ «Федеральный научный центр трансплантологии и искусственных органов имени академика В.И. Шумакова» Минздрава России, Москва, Российская Федерация

Для корреспонденции: Скалецкий Николай Николаевич. Адрес: 123182, Москва, ул. Щукинская, д. 1.
Тел.: (499) 190-42-66, (903) 790-95-39. E-mail: NSkaletsky@mail.ru.

Наиболее эффективным методом лечения сахарного диабета 1-го типа по-прежнему является аллотранс- плантация островков поджелудочной железы, которая при сочетании благоприятных условий (достаточ- ное количество выделенных островков, удачная комбинация иммуносупрессивных препаратов) способна достичь инсулиннезависимости реципиентов на протяжении нескольких лет. Однако постоянный дефи- цит донорских поджелудочных желез и ограниченность выживания островков в организме реципиента не позволяют увеличить количество таких трансплантаций и повысить их эффективность. В настоящем обзоре дан критический анализ работ российских и зарубежных авторов по созданию тканеинженерных конструкций поджелудочной железы, направленных на решение трех главных проблем трансплантации островков поджелудочной железы: 1) дефицит донорского материала; 2) необходимость проведения им- муносупрессивной терапии; 3) непродолжительность выживания и функциональной активности переса- женных островков.

Ключевые слова: сахарный диабет 1-го типа, трансплантация, островки, поджелудочная железа, тканеинженерные конструкции.

G.N. Skaletskaya, N.N. Skaletskiy, V.I. Sevastianov

V.I. Shumakov Federal Research Center of Transplantology and Artificial Organs of the Ministry of Healthcare of the Russian Federation, Moscow, Russian Federation

For correspondence: Skaletskiy Nikolai Nikolaevich. Address: 1, Shchukinskaya St., Moscow, 123182, Russian Federation. Tel.: (499) 190-42-66, (903) 790-95-39. E-mail: NSkaletsky@mail.ru

Allotransplantation of pancreatic islets remains the most effective method of treatment of diabetes mellitus type 1 being capable under combination of favorable conditions (sufficient number of isolated islets, effective com- bination of immunosuppressive drugs) to reach the recipients' insulin independence for several years. However, the overwhelming shortage of donor pancreas and limited post-transplantation islet survival do not allow incre- asing the number of such transplants and their effectiveness. This review presents a critical analysis of the work done by Russian and foreign authors onto creation of tissue-engineered pancreatic constructs that may lead to the resolution of the three main pancreatic islet transplantation issues: 1) lack of donor material; 2) necessity of immunosuppressive therapy; 3) limited survival and functional activity of the islet.

Key words: diabetes mellitus type 1, transplantation, islets, pancreas, tissue-engineered constructs.

Общий уровень заболеваемости сахарным диа- бетом был оценен приблизительно в 280 млн чело- век в 2010 году, и по прогнозам, он увеличится к 2030 г. до 440 млн [6], из которых на долю сахарного диабета 1-го типа придется 10–15%.

В настоящее время золотым стандартом лечения сахарного диабета 1-го типа по-прежнему является введение экзогенного инсулина в ответ на повышен- ный уровень глюкозы в крови. Создание синтетических аналогов инсулина, их введение с помощью носимых дозаторов, возможность регулярного контроля уровня гликемии позволили повысить уро- вень компенсации нарушений углеводного обмена. Однако при этом сохранилась большая вероятность развития поздних диабетических осложнений, та- ких как невропатия и ангиопатия с дегенерацией кровеносных сосудов почек (диабетическая не- фропатия) и сетчатки глаз (диабетическая ретино- патия), которые нередко заканчиваются почечной недостаточностью и слепотой.

В связи с достижением определенных успехов в клинической практике резко возрос интерес к научным разработкам, посвященным регенератив- ной медицине. Этому способствовало проведение многочисленных исследований в клеточной биоло- гии, особенно в области стволовых клеток и био- совместимых материалов, обеспечивших прогресс в развитии тканевой и клеточной инженерии [1–3]. Появились сообщения об успешном применении тканеинженерных конструкций кожи, мочевого пузыря, трахеи, сосудов, представляющих собой искусственный или биологический двухмерный или трехмерный матрикс (синонимы: каркас, скаф- фолд) с соответствующими аутологичными клетка- ми [4, 5].

В качестве альтернативы лечения экзогенным инсулином была предложена клеточная терапия в виде трансплантации островков / островковых кле- ток (ОК), выделенных из поджелудочной железы (ПЖ), в качестве средства для восстановления нор- мальной эндокринной функции поджелудочной же- лезы.

В обзоре описаны возможности создания ткане- инженерных конструкций поджелудочной железы (ТИК ПЖ), использование которых приблизит нас к решению трех главных проблем трансплантации островков поджелудочной железы: 1) дефицит до- норского материала; 2) необходимость проведения иммуносупрессивной терапии; 3) непродолжитель- ность выживания и функциональной активности пересаженных островков/ОК ПЖ.

ТРАНСПЛАНТАЦИЯ ОСТРОВКОВ/ОК ПЖ
Наиболее заметным прорывом в клеточной тера- пии сахарного диабета явилось появление в 2000 г. Эдмонтонского протокола, который включает в себя пересадку большого количества островков, полу- ченных последовательно от 2–4 трупных доноров, в сочетании с оптимизированным протоколом имму- носупрессии. Выполнение этого протокола обеспе- чило устранение гипергликемии на один год у всех первых семи пациентов, перенесших транспланта- цию островков [7]. Тем не менее через пять лет пос- ле трансплантации только 10% пациентов сохрани- ли инсулиннезависимость, длительность которой в среднем составила 15 месяцев [8]. Позднее результаты были улучшены – до инсулиннезависимости в течение пяти лет у 50% реципиентов и сохранении секреции C-пептида (свидетельство инсулинпроду- цирующей активности пересаженных островков) у более чем 70% трансплантатов до восьми лет.

Следует отметить, что остается общепринятым оценивать эффективность клинической трансплан- тации ОК по длительности и частоте достижения инсулиннезависимости. Однако главное – это про- филактика, устранение или хотя бы существенное торможение развития и прогрессирования таких поздних осложнений сахарного диабета, как нейро- патия и ангиопатия нижних конечностей, нефропа- тия и ретинопатия, грозящих пациентам ампутаци- ями, потерей функции почек и слепотой. При этом хирургический риск самой трансплантации должен быть минимальным, а сопутствующая иммуносуп- рессия не давать серьезных побочных эффектов или не применяться совсем.

Более 20 лет назад было показано, что возникно- вение и неуклонное прогрессирование поздних ос- ложнений обусловлено прежде всего отсутствием в организме больного сахарным диабетом 1-го типа С-пептида [9], секретируемого наряду с инсулином островковыми β-клетками, которые полностью по- гибают вследствие аутоиммунного процесса. Если отсутствие собственной секреции инсулина у боль- ных сахарным диабетом 1-го типа покрывается ин- сулинотерапией, то дефицит С-пептида никак не компенсируется. Единственное реальное решение этой проблемы может быть осуществлено путем пересадки длительно функционирующих гормо- нально-активных донорских β-клеток [10]. Кроме того, такая трансплантация способна инициировать восстановление секреции С-пептида собственны- ми β-клетками пациента за счет их регенерации. Поэтому в качестве приоритетной цели трансплан- тационного лечения сахарного диабета 1-го типа должно быть не только и не столько достижение инсулиннезависимости, а максимально длительное сохранение функциональной активности переса- женных β-клеток, чтобы обеспечить поступление в организм реципиента С-пептида и реализацию его продолжительного ангио- и нейропротектного эффекта.

ТКАНЕИНЖЕНЕРНЫЕ КОНСТРУКЦИИ ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ

Потенциальные возможности технологий тка- невой инженерии и регенеративной медицины способны преодолеть многие из недостатков упо- мянутого выше Эдмонтонского протокола. Идея применения тканевой инженерии при клеточной терапии диабета 1-го типа состоит в имплантации островков, а точнее β-клеток, на биосовместимом матриксе-носителе, который с введенными в его состав биомолекулами обеспечивает возможность создания трехмерной структуры и подходящую вне- клеточную среду (микроокружение) для обеспече- ния выживания и функционирования клеток in vitro и in vivo [11].

Данные последних лет указывают на трехмер- ные (3D) культуральные системы как методоло- гическую основу для улучшения клинических ре- зультатов трансплантации островков. Кроме того, в этих условиях можно обеспечить направленную дифференцировку стволовых клеток в β-клетки, что создаст неограниченный потенциал инсулин- продуцирующих клеток (ИПК), пригодных для трансплантации. Таким образом, тканеинженерный подход в сочетании с принципами регенеративной медицины может решить проблему долгосрочной адекватной терапии сахарного диабета 1-го типа.

Исходя из общих принципов тканевой инже- нерии и регенеративной медицины, три основных компонента являются ключевыми для ТИК ПЖ:

1) жизнеспособные ИПК, которые могут форми- ровать клеточные островковоподобные агрегаты и выделять инсулин в ответ на повышение уровня глюкозы в крови; 2) каркас (скаффолд) из биосов- местимого биостабильного или биорезорбируемого материала, обеспечивающего механическую подде- ржку клеточного компонента ТИК; 3) биомолекулы внеклеточного матрикса для создания среды, обес- печивающей длительное выживание и функциони- рование ИПК, а также усиление дифференцировки клеток-предшественников.

Источники ИПК
Из различных типов клеток, прежде всего ство- ловых, могут быть получены клетки, способные секретировать инсулин. Однако самыми естествен- ными, и поэтому самыми совершенными продуцен- тами инсулина остаются β-клетки, находящиеся в островках ПЖ.

Островки ПЖ
Островки представляют собой скопления эндок- ринных клеток в поджелудочной железе, с размера- ми у человека в диапазоне от 50 до 300 мкм [12]. Островки состоят из α-, β, γ-, δ- и ε-клеток, из кото- рых α-клетки и β-клетки имеют непосредственное отношение к метаболизму глюкозы. Существуют межвидовые различия процентного содержания и локализации β-клеток в островках [13]. В челове- ческих островках β-клетки являются преоблада- ющим типом клеток (диапазон 32–77%, в среднем 59%), расположенных преимущественно на пери- ферии внутри островковых кровеносных сосудов. Островки, изолированные из трупной ПЖ, являются оптимальным источником β-клеток, но их коли- чество ограничено из-за дефицита доноров. В ка- честве альтернативы свиные островки являются наиболее распространенным источником, так как человеческий и свиной инсулин отличаются одной аминокислотой [14]. В той же степени близок инсу- лину человека кроличий инсулин [15]. Количество доклинических испытаний со свиными островками на людях крайне ограничено, хотя свиные островки сохранялись и функционировали в течение до 6 ме- сяцев у нечеловеческих приматов с применением иммуносупрессии [16]. Несколько доклинических испытаний с использованием макро- или микроин- капсуляции свиных островков продемонстрирова- ли, что их имплантация давала позитивный эффект в течение нескольких лет без использования имму- носупрессии [17]. Тем не менее сохраняется мне- ние о том, что трансплантация островков свиньи остается несовершенным методом лечения в связи с ограниченной долгосрочной жизнеспособностью in vivo и постоянной потребностью в применении иммуносупрессивных препаратов [18].Учитывая весьма ограниченную возможность использования островков от доступных доноров ПЖ, которыми являются чаще всего люди, погиб- шие в результате черепно-мозговой травмы, все более активной областью исследований становится изучение перспектив получения ИПК из стволовых клеток или клеток-предшественников [19].

Стволовые клетки
Стволовые клетки (СК) определяются по их спо- собности к самообновлению и дифференцировке в различные типы клеток и попадают в одну из двух категорий: плюрипотентные (имеют способность стать всеми типами клеток организма) или муль- типотентные (имеют ограниченную способность к дифференцировке). Эмбриональные СК и индуци- рованные плюрипотентные СК являются наиболее широко исследованным источником для панкреати- ческой дифференцировки.

Эмбриональные СК
СК, полученные из эмбрионов, являются по- тенциальным источником суррогатных β-клеток, и вполне возможно, могут использоваться для за- мещения дефицита островков, получаемых из ПЖ трупов человека. Первая документальная попытка получения ИПК из эмбриональных стволовых кле- ток (ЭСК) человека была осуществлена в 2001 г. по протоколу, установленному для дифференциров- ки нейронов в инсулинпозитивные кластеры [20]. В дальнейшем попытались создавать клетки, кото- рые более похожи на панкреатические β-клетки, а не инсулинпозитивные нейроподобные клетки.

Были осуществлены многочисленные попытки получения ИПК в процессе культивирования СК различного происхождения, в том числе ЭСК, ин- дуцируя онтогенетический путь дифференцировки клеток ПЖ в β-клетки [21]. Для этого использовали различные сочетания дифференцирующих факто- ров, которые смогли обеспечить формирование из энтодермы прогениторных клеток ПЖ и их диф- ференцировку в ИПК с конечным образованием β-клеток с некоторыми, но не со всеми их фенотипическими и функциональными характеристиками [22–24].

Успешным подходом к получению ИПК из ЭСК явилось решение имитировать среду, окружаю- щую островки в процессе развития, обеспечивая поступление факторов роста через определенные промежутки времени. Для создания такой среды используют множество факторов роста и фармако- логических средств, действие которых направлено на суммирование сигнальных каскадов, имеющих отношение к панкреатической дифференцировке in vitro [19]. В результате in vitro удалось из ЭСК полу- чить 25% ИПК от конечной популяции, но реакция ИПК in vitro на нагрузку глюкозой отсутствовала [25]. Кроме того, использование частично диффе- ренцированных ЭСК остается ограниченным из-за их способности образовывать цисты и тератомы после трансплантации в эксперименте лаборатор- ным животным [11].

Мезенхимальные стволовые клетки
Мезенхимальные стволовые клетки (МСК) представляют собой фибробластоподобные клетки, которые обладают способностью дифференциро- ваться в ряд клеточных клонов [26]. В нескольких работах была исследована возможность диффе- ренцировки МСК в эндокринные клетки поджелу- дочной железы, включая β-клетки [27–29], но не обладающих способностью отвечать на глюкозную нагрузку in vitro. Однако трансплантация культур ИПК, полученных в результате дифференцировки СК, выделенных из жировой ткани, лабораторным животным с экспериментальным сахарным диабе- том обеспечила нормализацию у них уровня глике- мии [30].

Таким образом, несмотря на невозможность получения истинных (полноценных) β-клеток или островков, человеческие ЭСК или другие СК уда- валось дифференцировать в панкреатическом на- правлении, что подтверждается их способностью in vivo отвечать на глюкозную нагрузку секрецией инсулина. Этот факт позволяет предположить, что «окружение», в которое попадают пересаженные клетки, обеспечивает их необходимыми сигналами, индуцирующими окончательную дифференцировку [31].

Использование таких транскрибирующих фак- торов, как Pdx1 и MaFA, индуцирующих репрог- раммирование, повышает эффективность образо- вания панкреатоподобных клеток из СК [32]. Так, было обнаружено, что экспрессия MaFA облегчает дифференцировку СК, выделенных из плаценты, в ИПК, так как они становятся способными отвечать на высокую концентрацию глюкозы in vitro (в среде культивирования) и обеспечивать нормогликемию после трансплантации у мышей-реципиентов с са- харным диабетом [33]. Наиболее подходящими для получения ИПК представляются эндометриальные мезенхимальные стволовые клетки, потенциально способные диф- ференцироваться в мезодермальные и энтодермаль- ные ткани [34]. После успешного выделения СК из эндометрия человека был использован трехступен- чатый протокол, обеспечивающий их дифференци- ровку в β-клетки поджелудочной железы. Фибрин был использован в качестве 3D-основы. Через 2 не- дели клетки образовывали островковоподобные кластеры, способные секретировать инсулин, про- инсулин и С-пептид, выявленные методом иммуно- флуоресценции.

В нескольких исследованиях после введения МСК диабетическим мышам наблюдали снижение уровня глюкозы в крови, хотя это, по-видимому, обусловлено регенерацией пула β-клеток реципи- ента, а не дифференцировкой МСК в β-клетки [35, 36]. Регенерация β-клеток, как полагают, происхо- дит вследствие иммуномодулирующего и ангиоген- ного эффектов МСК, хотя точный механизм неиз- вестен [37].

Наиболее широкое распространение получило использование MСК в совместной культуре с им- плантированными островками, которое показало, что происходит улучшение клинического результа- та путем реваскуляризации трансплантата и защи- ты ОК от иммунной атаки. Использование МСК, как представляется, оказывает, в первую очередь, иммуномодулирующее действие, хотя способность этих клеток дифференцироваться в ИПК продолжа- ет исследоваться [38].

Известен способ подготовки жизнеспособных и функционально активных островков для последую- щей их успешной трансплантации путем совмест- ного культивирования первично изолированных островков с МСК жировой ткани (ЖТ) в вогнутых микролунках [39]. Проведенные наблюдения пока- зали, что МСК ЖТ, отделенные от островков, учас- твовали в образовании трехмерных сфероидов, со- стоящих из островковой ткани. Впоследствии было обнаружено, что ультраструктурная морфология сфероидов существенно отличается от таковой в первично изолированных островках. При этом ОК, культивированные с МСК ЖТ, продемонстрировали более высокую жизнеспособность и усиленную инсулинсекретирующую способность по сравне- нию с монокультурами островков. Это позволяет предположить, что МС КЖТ имеют значительный потенциал для защиты ОК клеток от повреждений в процессе культивирования и могут быть исполь- зованы для улучшения выживаемости островков и их функции. В экспериментах in vivo, включавших ксенотрансплантацию микроинкапсулированных сфероидов мышам с экспериментальной моделью диабета, было показано, что по сравнению с пер- вично изолированными островками использование сфероидов, полученных в результате сокультивиро- вания, обеспечивало более длительную реверсию диабета и меньшее количество необходимого трансплантационного материала.

Неэндокринные клетки поджелудочной железы
Были сделаны попытки получать ИПК из клеток, которые онтогенетически близки к β-клеткам, такие как клетки ацинусов и протоков поджелудочной же- лезы [40–42]. Основная концепция такого подхода включает в себя дедифференцировку популяции клеток обратно в их прогениторное состояние, а за- тем стимулирование повторной дифференцировки в β-клетки [43–45]. На сегодняшний день использо- вание этих клеточных популяций клеток оказалось безуспешным при получении функциональных β-клеток и достижении реверсии гипергликемии in vivo [46]. Тем не менее исследования в данном на- правлении продолжаются. Панкреатические клет- ки-предшественники, которые могут быть легко выделены у пренатальных мышей, экспрессируют ряд генов, свидетельствующих об их принадлежности к панкреатическому фенотипу, но не к инсулину. Та- ким образом, они могут быть полезным источником клеток для выявления условий, способствующих дифференцировке in vitro клеток-предшественни- ков в функционирующие β-клетки. Показано, что неэндокринные клетки, остающиеся после изоля- ции островков из донорской поджелудочной желе- зы, после введения в них гена нейрогенной диффе- ренцировки могут дифференцироваться в β-клетки после культивирования in vitro [47]. Доказана также возможность получения культур прогениторных клеток из поджелудочной железы новорожденных кроликов [48]. Перспективность использования прогениторных клеток поджелудочной железы под- тверждена исследованиями, в которых показано, что отсутствие предшественников островковых клеток в трансплантате приводит к снижению мас- сы β-клеток [49], в то время как трансплантация островковой ткани, богатой прогениторными клет- ками, существенно повышает антидиабетический эффект [50].

Примеры тканеинженерных конструкций поджелудочной железы
В одном из последних обзоров [11] приведены основные типы ТИК ПЖ, исследование функцио- нальных свойств которых in vitro и in vivo дало наи- более значимые результаты (табл.). Путем поддержания клеток в физиологически более подходящих структурах и сохранения клеточ- но-клеточных и клеточно-матриксных контактов может быть имитирована окружающая среда, близ- кая к естественным условиям. Это особенно важно для островков, представляющих собой клеточную популяцию в культуре, которая должна иметь мно- гочисленные клеточно-клеточные контакты между эндокринными клетками и клеточно-матричные контакты между эндокринными клетками и окру- жающей базальной мембраной. При подготовке трансплантации островков процесс их изоляции часто разрушает внеклеточную среду, приводя к потере функции островков после пересадки. Вос- становление контактов с внеклеточной матрицей и механическая поддержка изолированных островков может увеличить долгосрочный успех трансплантации островков.

Обеспечение трехмерности, вероятно, играет важную роль в культивировании in vitro островков/ ОК ПЖ и их выживании и функционировании in vivo. Совместное культивирование островков взрос- лых крыс Wistar и трехмерного тонковолокнистого гидрогелевого скаффолда показало, что выживаемость и инсулинсекретирующая активность ОК, не- посредственно контактировавших со скаффолдом, были выше, чем при его отсутствии [54].

По-видимому, основной причиной низкого вы- живания ОК ПЖ после их трансплантации является процедура выделения островков из ткани ПЖ [64]. Недостаточную эффективность трансплантации ОК ПЖ связывают также с тем, что в процессе их получения они лишаются привычного микроокружения, нарушается их внутренняя васкуляризация и иннервация [65]. При этом существенно изменяют- ся сигнальные взаимоотношения между ОК и ВКМ, что нарушает регуляцию морфофизиологических процессов, включающих выживание, пролиферацию, секреторную активность, и в конце концов, ухудшает результаты трансплантации островков. В связи с этим чрезвычайно важным является со- здание матриксов, обладающих свойствами, характерными для микроокружения островков в натив- ной ПЖ [66].

В последние годы для создания биорезорбируемых 3D-матриксов, для изготовления которых при- влекается целый ряд технологий – от простого «вы- щелачивания» до технологий прототипирования [67, 68], все чаще стали использовать биополимеры (коллаген, хитозан, полилактогликолиды, бактери- альные полимеры и др.) [3]. Трехмерные биорезор- бируемые пористые матриксы являются каркасны- ми элементами клеточно-инженерных конструкций, обеспечивающими жизнедеятельность клеток в процессе формирования определенных типов тка- ней. 3D-матриксы способствуют локализации кле- ток в области имплантации, одновременно являясь их носителем, временно выполняющим функции естественного ВКМ.

Панкреатические островки представляют со- бой обильно насыщенные сосудами эндокринные клеточные кластеры, которые находятся в непос- редственном контакте с базальной мембраной эн- дотелиальных клеток и экзокринных клеток в под- желудочной железе. Существуют два неиммунных фактора [58], способствующих гибели островков, изолированных из донорской ПЖ, в процессе их культивирования: формирование амилоидоза и по- теря ВКМ. Использование в качестве матрицы для культивируемых человеческих островков трехмер- ных коллагенсодержащих скаффолдов по сравне- нию с культивированием в 2D-условиях приводило к существенному уменьшению образования амило- ида и снижению уровня апоптоза β-клеток на 75%.

Наличие информации о внеклеточных сигналах, присутствующих в панкреатических островках, может быть использовано для разработки биоло- гически приближенных к ВКМ скаффолдов. ВКМ имеет несколько функций, таких как обеспечение структурной поддержки, пролиферации, диффе- ренциации и метаболизма клеток, передатчика сиг- налов к клеткам через интегрин-опосредованные взаимодействия [69]. Основные компоненты ВКМ в значительной степени сохраняются у многих ви- дов животных и включают бифункциональные бел- ки, такие как коллаген, фибронектин и ламинин, гликозаминогликаны, и в меньшей степени, фак- торы роста и цитокины [70]. Этот принцип лежит в основе биологической совместимости матриц и допускает использование биологических каркасов, полученных из ксеногенных источников в клини- ческой практике. Точное распределение и трех- мерное расположение указанных молекул является тканеспецифичным, и по меньшей мере, частично ответственно за различные механические, функцио- нальные и структурные свойства различных тканей. Рассмотрим несколько примеров использования бифункциональных белков в качестве матриксов для ТИК ПЖ.

Ламинин.
Изоформы ламинина представлены в кровеносных сосудах и ацинарных клетках в под- желудочной железе, распределены внутри и вокруг островков, в переходных экзокринно-эндокринных клетках и присутствуют во внутриостровковых кровеносных сосудах [71, 72]. Было показано, что ламинин-111, ассоциированный с панкреатическим протоковым эпителием, усиливает дифференциров- ку и рост островков плода мыши [73], избиратель- но увеличивает количество ИПК и поддерживает жизнеспособность островков взрослых крыс на протяжении нескольких дней [74]. Показано, что клеточно-матричные взаимодействия могут иметь видовую специфичность [75]. Кроме того, ламинин, по-видимому, усиливает дифференцировку ЭСК в ИПК [76].

При культивировании ЭСК человека на микро- принтированных покрытых ламинином покровных стеклах с соблюдением протокола направленной дифференцировки клеточные кластеры демонстри- ровали профили экспрессии генов, определенно напоминающих энтодерму, из которой развиваются предшественники панкреатических клеток. Когда происходило открепление и дальнейшая дифферен- цировка суспензионной культуры, небольшая часть (<5%) клеток экспрессировала факторы транскрип- ции ПЖ Pdx1 и NKX6. В целом, по-видимому, ла- минин играет важную роль в поддержании функции островков и выделении инсулина in vitro и в под- держании дифференцировки человеческих ЭСК в предшественников β-клеток.

Коллаген.
Коллагены типа I, IV, V и VI при- сутствуют на границе экзокринно-эндокринных клеточных взаимодействий и в непосредственной близости к внутриостровковым эндотелиальным клеткам [77]. Коллагены I, V, VI типов являются на- иболее распространенными изоформами в пределах островково-экзокринного интерфейса поджелудоч- ной железы человека с лишь слабой экспрессией коллагена IV типа, хотя его присутствие сильно вы- ражено в эпителиальной основе плодной ПЖ [78]. Коллаген IV типа обнаружен в развивающейся ПЖ человека и участвует в развитии структуры остров- ков, о чем свидетельствует его близость к иноку- ляции кластеров инсулин- и глюкагон-позитивных клеток [79]. При культивировании островков ПЖ крысы на коллагене I и IV типов сохранение ими жизнеспособности наблюдали у 60 и 89% остров- ков соответственно. В то же время более 90% тех островков, которые культивировали в суспензии, подверглись апоптической гибели через 48 часов. За 24 часа инкубации островков в чашках Петри, пок- рытых коллагеном типа I и IV, инсулина выделялось соответственно в 4 и 6 раз больше, чем при исполь- зовании чашек, покрытых БСА, или стандартных полилизиновых чашек [80]. Интересно отметить, что островки, которые образовывали монослой на поверхности коллагена I типа с последующим нало- жением второго слоя коллагена, были способны об- разовывать островковоподобные агрегаты и поддер- живать базальный уровень выделения инсулина в течение 8 недель. Несмотря на способность остров- ков прикрепляться и размножаться на поверхностях, покрытых коллагеном I и IV типов, наблюдавшаяся эпителиально-мезенхимальная трансдифференци- ровка ограничивает целесообразность использова- ния этих субстратов для культивирования клеток. Так как коллаген IV типа наблюдается преимущес- твенно в развивающейся ПЖ, он может быть более подходящим субстратом для направленной диффе- ренцировки СК. Был проведен сравнительный ана- лиз жизнеспособности и инсулинпродуцирующей активности островков in vitro в коллагенсодержа- щем матриксе, заселенном фибробластами, и in vivo на сингенной модели трансплантации островков мышам [81]. Использование 3D-матрикса значи- тельно улучшало выживание трансплантата и поз- воляло снижать эффективную дозу пересаживае- мых островков вдвое. Фибробласты, помещенные в скаффолд, продуцировали фибронектин и ростовые факторы, индуцировали пролиферацию ОК.

Фибрин.
Связываясь с рецепторами клеточной мембраны, такими как интегрины, фибрин способс- твует дифференцировке клеток, их пролиферации, функционированию и выживанию [82]. Фибрин так- же способен сохранять архитектуру ОК, стимули- ровать секрецию ими инсулина, ангиогенез остров- ков, оказывать протективный эффект в отношении гибели клеток. После трансплантации островков в фибриновом гидрогеле происходит активная нео- васкуляризация трансплантата, налаживается его гормонпродуцирующая функция. Таким образом, фибрин как биосовместимый и биодеградируемый скаффолд может рассматриваться в качестве подхо- дящего компонента тканеинженерной конструкции поджелудочной железы. Кроме того, фибрин оказы- вал защитное действие по отношению к внедрен- ным в него островкам, выделенным из ПЖ молодых поросят и подвергшимся воздействию перекиси во- дорода [83]. При этом островки, окруженные фиб- рином, сохраняли инсулинпродуцирующую актив- ность в ответ на глюкозный стимул, в то время как у островков, помещенных в культуральные полисти- роловые чашки, эта способность под воздействием перекиси водорода значительно снижалась. Высо- кая степень биосовместимости и специфических свойств фибрин-гидрогеля делает его похожим на нормальную ПЖ и представляется нам идеальной «подложкой». Кроме того, фибрин был использован в качестве 3D-основы для обеспечения дифферен- цировки МСК, выделенных из эндометрия, в панк- реатические β-клетки.

Коллагенсодержащие гидрогели.
Сравнитель- но недавно было разработано новое поколение инъекционных форм многокомпонентных биополи- мерных микрогетерогенных коллагенсодержащих гелей (БМКГ) с высокими регенераторными свойс- твами [84].

В состав БМКГ, относящегося к классу биоак- тивных биомиметических гидрогелей [85] и за- патентованного как композиция гетерогенного имплантируемого геля [86], входят основные ком- поненты ВКМ мягких тканей животного происхож- дения (пептиды частично гидролизованного колла- гена, гликопротеины и уроновые кислоты) и другие биологически активные вещества ВКМ, в том числе факторы роста, необходимые для жизнедеятельности окружающих клеток и синтеза экзогенных уро- новых кислот, протеогликанов и коллагена.

Наличие микрогетерогенной структуры гидро- геля позволило увеличить время его биорезорбции до нескольких месяцев [87] по сравнению с одно- компонентными биоимплантатами из коллагена, гиалуроновой кислоты, фибрина и др., рассасывающимися в течение 3–4 недель, что недостаточно для формирования ТИК ПЖ.

В качестве первого шага на пути создания ТИК ПЖ с последующим формированием из нее ТИКПЖ явилось исследование влияния БМКГ на куль- туры ОК [48]. При совместной, достаточно дли- тельной (2 недели) инкубации БМКГ и полученных из ПЖ новорожденных кроликов флотирующих островковоподобных культур (ФОК) в последних не выявлялось выраженных деструктивных изме- нений. С помощью иммуногистохимического окра- шивания подтверждалось сохранение значительно- го количества гормонально-активных β-клеток как на 7-е, так и 14-е сутки сокультивирования (рис. 1). Это свидетельствовало, по меньшей мере, об от- сутствии отрицательного влияния 3D-биоматрикса на выживаемость и морфофункциональные качест- ва ФОК. При этом отмечалось прикрепление таких культур к поверхности биоматрикса (рис. 2).

Некоторые из них содержали значительное количество клеток, демонстрировавших позитивную реакцию при окрашивании антителами к цитокератину 19 – специальному маркеру протокового эпителия (рис. 3). Одновременно в процессе совместной инкубации культур и БМКГ вокруг части прикре- пившихся ФОК формировались эпителиоподобные однослойные зоны роста (рис. 4). На основании ра- нее проведенных исследований можно с большой долей вероятности предположить, что эти клетки, происходящие из протокового эпителия, являются прогениторными клетками ПЖ, то есть предшес- твенниками ОК. В контрольном опыте инкубации ФОК (без БМГМ) не наблюдали формирования од- нослойных зон роста вокруг очагов прикрепления культур ко дну культурального флакона. Таким об- разом, гидрогелевый коллагенсодержащий 3D-био- матрикс способствует длительному сохранению морфофункциональных свойств ФОК и росту про- гениторных клеток ПЖ в условиях in vitro и может быть использован в качестве инъекционного носи- теля при создании ТИК ПЖ.

Функциональная эффективность ТИК ПЖ в ус- ловиях in vivo была исследована путем ее внутри- брюшинного введения животным (крысы Wistar) с экспериментальным сахарным диабетом 1-го типа (стрептозотоциновая модель) [48]. Определяли не только сахароснижающий эффект выполненной имплантации, но и ее влияние на островковый ап- парат собственной ПЖ крыс-реципиентов. Было от- мечено существенное снижение гликемии (к исходу 4–5 недель содержание глюкозы в крови не превы- шало 11 ммоль/л), субнормальный уровень которой сохранялся, по меньшей мере, на протяжении 8 не- дель (заданный общепринятый срок наблюдения) после имплантации. При этом у крыс с диабетом без имплантации ТИК ПЖ гипергликемия остава- лась высокой – более 25 ммоль/л. По окончании эксперимента при гистологическом анализе ПЖ крыс-реципиентов с сахарным диабетом были вы- явлены признаки активной регенерации β-клеток в островках (рис. 5) при отсутствии таких изменений в ПЖ диабетических крыс из контрольной группы.

Каркасные матриксы.
Посевы клеток на сбор- ные пористые каркасы исследованы как средство повышения жизнеспособности и функции изолиро- ванных островков in vitro и для улучшения результа- тов их трансплантации. Например, островки крысы, культивированные в пористом полигликолевом кар- касе, были почти в 2 раза более жизнеспособными и давали в 4 раза бóльшую секрецию инсулина по срав- нению с островками, которые культивировали на необработанном 2D-каркасе в течение 15 дней [88]. В отдельном исследовании человеческие островки были помещены в коллагеновый гель, содержащий фибронектин и коллаген IV типа в порах полилак- тогликолидного каркаса [89]. Интересно, что ост- ровки внутри такого каркаса поддерживали высо- кий уровень секреции инсулина при стимуляции глюкозой, аналогично свежим островкам, и он был выше, чем у островков, которые культивировали в геле с коллагеном типа 1, но при отсутствии карка- са, или у островков, культивированных в суспензии. Эти результаты демонстрируют важность как кле- точно-матриксных контактов, так и структурной поддержки, оказываемой каркасом в поддержании функции островковых клеток in vitro и в усилении
функции островков после трансплантации.

В работе [90] был использован 3D-биоблоттинг для изготовления пористого 3D-скаффолда на осно- ве альгината для внепеченочной доставки остров- ков. В таких скаффолдах отношение поверхности к объему, и таким образом, транспорт кислорода и питательных веществ увеличивается по сравнению с гидрогелями, нанесенными обычным способом. Еще одним преимуществом использования каркас

ных материалов является возможность совместного культивирования множества типов клеток и созда- ния условий, напоминающих аспекты природных тканевых структур с взаимодействием с ВКМ и близостью к сосудистой системе. Это было проде- монстрировано в исследовании, в котором мыши- ные островки, эндотелиальные клетки пупочной вены человека и МСК, полученные из крайней плоти человека, совместно культивировали на пористых полилактогликолидных каркасах [91]. Такая трехкультуральная система улучшила жизнеспо- собность островков (75% жизнеспособность после 4 недель инкубации in vitro) по сравнению с 2D-кон- тролем (через 2 недели культивирования жизнеспо- собные клетки отсутствовали). При этом островки в 3D-скаффолде выделяли примерно на 50% больше инсулина, чем в 2D-системе.

За последние 10 лет благодаря небольшим усо- вершенствованиям Эдмонтонского протокола пер- воначальная продолжительность периода инсулин- независимости пациентов увеличилась до 5 лет после аллотрансплантации островков у 50% реци- пиентов [92]. Однако через длительные сроки после трансплантации пересаженные островки неизбеж- но теряют жизнеспособность и функциональную активность.

Учитывая отсутствие необходимой доступнос- ти донорских островков, крайне важно разработать надежные подходы, обеспечивающие направлен- ную дифференцировку стволовых клеток в ИПК. В конечном счете β-клетки, полученные из стволо- вых клеток, смогут не только стать дополнитель- ным источником трансплантационного материала, но и в перспективе в значительной мере удовлетво- рить потребности клиники. Очевидный прогресс в разработке биосовместимых материалов и техноло- гий получения 3D-систем заданной конфигурации и структуры [3] позволит создать матриксы, кото- рые смогут обеспечить для донорских островков микроокружение, сходное с таковым в нативной ПЖ [11]. Ряд исследований, как in vitro, так и in vivo, показали, что островки, β-клетки и их пред- шественники, культивированные в 3D-скаффолде и в присутствии компонентов ВКМ, проявляют улуч- шенную жизнеспособность и повышенную секре- цию инсулина. Эти данные убедительно указывают на важность клеточно-матриксных контактов. Не- обходимо проведение доклинических исследова- ний, доказывающих, что значительные улучшения в жизнеспособности и функциональности ИПК in vitro в составе ТИК ПЖ будут наблюдаться и при имплантации ТИК ПЖ.

Использование в качестве клеточного компонента неиммуногенных или слабо иммуногенных островковых клеток позволит отказаться от прове- дения иммуносупрессии либо сделать ее минималь- но опасной при клиническом применении. Кроме непосредственного антидиабетического действия ТИК ПЖ, обусловленного гормонсекретирующей функцией пересаженных островков, общему терапевтическому эффекту должно способствовать восстановление пула активно функционирующих

β-клеток реципиента вследствие их регенерации в поcтимплантационном периоде.

Atala A, Lanza R, Thompson J, Nerem R. Principles of regenerative medicine, Academic Press is an imprint of Elsevier, First edition, 2008.
Биология стволовых клеток и клеточные технологии: учебное пособие. Под редакцией М.А. Пальцева. М.: Медицина, Шик, 2009. Том 1 и 2. Biologia stvolovykh kletok i kletochniye tekhnologii: uchebnoye posobiye. Pod redaktsiyey M.A. Paltseva. M.: Meditsina, Shik, 2009. Tom 1 i 2.
Биосовместимые материалы: учебное пособие. Под ред. В.И. Севастьянова, М.П. Кирпичникова. М.: МИА, 2011. Biosovmestimiye materialy: uchebnoye posobiye. Pod redaktsiyey V.I. Sevastianova, M.P. Kir- pichnikova. М.: МIА, 2011.
Atala A, Baue SB, Soker S, Yoo JJ, Retik AB. Tissue-en- gineered autologous bladders for patients needing cysto- plasty. Lancet. 2006; 367: 1241–1247.
Macchiarini P, Jungebluth P, Go T. Clinical transplan- tation of a tissue-engineered airway. Lancet. 2008; 372: 2023–2028.
Gan MJ, Albanese-O'Neill A., Haller MJ. Type 1 diabe- tes: current concepts in epidemiology, pathophysiology, clinical care, and research. Curr. Probl. Pediatr. Adolesc. Health Care. 2012; 42: 269–291.
Shapiro A, Lakey J. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. N. Engl. J. Med. 2000; 343: 230–238.
Ryan EA, Lakey JRT, Rajotte RV, Korbutt GS, Kin T, Imes S, Rabinovitch A et al. Five-year follow-up after clinical islet transplantation. Diabetes. 2005; 54: 2060– 2069.
Wahren J, Johansson B-L, Wallberg-Henriksson H. Does C-peptide have a physiological role? Diabetologia. 1996; 37, suppl. 2: 99–107.
Шумаков ВИ, Скалецкий НН. Трансплантация ост- ровковых клеток поджелудочной железы. Трансплан- тология: руководство для врачей. Под ред. В.И. Шу- макова. М.: МИА, 2006: 418–430. Shumakov VI, Skaletskiy NN. Transplantatsia ostrovkovykh kletok po- dzheludochnoy zhelezy. Transplantologia: rukovodstvo dla vrachey. Pod red. VI. Shumakova. М.: MIA, 2006: 418–430.
Amer LD, Mahoney MJ, Bryant SJ. Tissue Engineering Approaches to Cell-Based Type 1 Diabetes. Therapy Tis- sue Engineering Part B: Reviews. October 2014; 20 (5): 455–467. doi: 10.1089/ten.teb.2013.0462.
.Bosco D, Armanet M, Morel P, Niclauss N. Unique ar- rangement of α- and β-cells in human islets of Langer- hans. Diabetes. 2010; 59.
Cabrera O. The unique cytoarchitecture of human pan- creatic islets has implications for islet cell function. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2006; 103: 2334–2339.

Dufrane D, Gianello P. Pig islet for xenotransplantation in human: structural and physiological compatibility for human clinical application. Transplant. Rev. (Orlando). 2012; 26: 183–188.
Шрейбер В. Патофизиология желез внутренней сек- реции. Прага: Медицинское издательство, 1987: 414. Shreiber V. Patofiziologia zhelez vnutrenney sekretsii. Praga: Meditsinskoye izdatelstvo, 1987: 414.
Marigliano M, Bertera S, Grupillo M, Trucco M, Bot- tino R. Pig-to-nonhuman primates pancreatic islet xe- notransplantation: an overview. Curr. Diab. Rep. 2011; 11: 402–412.
Dufrane D, Gianello P. Macro- or microencapsulation of pig islets to cure type 1 diabetes. World J. Gastroenterol. 2012; 18: 6885–6893.
Van der Windt DJ. Clinical Islet Xenotransplantation: How Close Are We? Diabetes. 2012; 61: 3046–3055.
Sumi S, Gu Y, Hiura A, Inoue K. Regenerative medicine for insulin deficiency; creation of pancreatic islets and bioartificial pancreas. J. Hepatobiliary Pancreat. Sci. 2011; 18 (1): 6–12.
Lumelsky N, Blondel O, Laeng P, Velasco I, Ravin R, McKay R. Differentiation of embryonic stem cells to insulin-secreting structures similar to pancreatic islets. Science. 2001; 292: 1389–1394.
Aguayo-Mazzucato C, Bonner-Weir S. Stem cell therapy for type 1 diabetes mellitus. Nat. Rev. 2010; 6: 139–149.
D'Amour K, Bang AG, Eliazer S. Production of pan- creatic hormone-expressing endocrine cells from human embryonic stem cells. Nat Biotechnol. 2006; 24: 1392– 1311.
Shi Y. Generation of functional insulin-producing cells from human embryonic stem cells in vitro. Methods Mol. Biol. 2010; 636: 79–85.
Chandra V, Phadnis S, Nair P.D, Bhonde RR. Generati- on of pancreatic hormone-expressing islet-like cell ag- gregates from murine adipose tissue-derived stem cells. Stem. Cells. 2009; 27: 1941–1945.
Basford CL. The functional and molecular characteri- sation of human embryonic stem cell-derived insulin- positive cells compared with adult pancreatic beta cells. Diabetologiа. 2012; 55: 358–371.
Uccelli A, Moretta L, Pistoia V. Mesenchymal stem cells in health and disease. Nat. Rev. Immunol. 2008 Sep; 8 (9): 726–736. doi: 10. 1038/nri2395.
Milanesi A. В-Cell regeneration mediated by human bone marrow mesenchymal stem cells. PLoSOne. 2012; 7: e42177.
Tang DQ, Cao LZ, Burkhardt BR, Xia CQ, Litherland SA, Atkinson MA, Yang LJ. In vivo and in vitro characterizati- on of insulin-producing cells obtained from murine bone marrow. Diabetes. 2004; 53: 1721–1732.
Chen L-B, Jiang X-B, Yang L. Differentiation of rat mar- row mesenchymal stem cells into pancreatic islet beta- cells. World J. Gastroenterol. 2004; 10: 3016–3020.
17.Kroon E, Martinson LA, Kadoya K. Pancreatic endo- derm derived from human embryonic stem cells gene- rates glucose-responsive insulin-secreting cells in vivo. Nat. Biotechnol. 2008; 26: 443–451.

Gabr MM, Sobh MM, Zakaria MM, Refaie AF, Gho- neim MA. Transplantation of insulin-producing clusters derived from adult bone marrow stem cells to treat dia- betes in rats. Exp. Clin. Transplant. 2008; 6: 236–241.
Chiou SH, Chen SJ, Chang YL. A promotes the repro- gramming of placenta-derived multipotent stem cells into pancreatic islets-like and insulin-positive cells. J. Cell Mol. Med. 2010; Feb: 16–22.
Brnardo AS, Cho CH, Mason S. Biphasic induction of Pdx 1 in mouse and human embryonic stem cells can mimic development of pancreatic beta-cells. Stem. Cells. 2009; 27: 341–349.
Niknamasl A, Ostad SN, Soleimani M, Azami M, Sal- mani MK, Lotfibakhshaiesh N et al. A new approach for pancreatic tissue engineering: human endometrial stem cells encapsulated in fibrin gel can differentiate to pan- creatic islet beta-cell. Cell Biol. Int. 2014 Oct; 38 (10): 1174–1182. doi: 10.1002/cbin.10314. Epub 2014 Jul 3.
Lee RH, Seo MJ, Reger RL, Spees JL, Pulin AA, Ol- son SD, D.J. Multipotent stromal cells from human mar- row home to and promote repair of pancreatic islets and renal glomeruli in diabetic NOD/scid mice. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2006; 103: 17438–17443.
Chang C. Mesenchymal stem cells adopt beta-cell fate upon diabetic pancreatic microenvironment. Pancreas. 2009; 38: 275–281.
Franquesa M, Hoogduijn MJ, Bestard O, Grinyу JM. Immunomodulatory effect of mesenchymal stem cells on B cells. Front. Immunol. 2012; 3: 212.
Hematti P, Kim J, Stein AP, Kaufman D. Potential role of mesenchymal stromal cells in pancreatic islet transplan- tation. Transplant. Rev. (Orlando). 2013; 27: 21–29.
Jun Y, Kang AR, Lee JS, Park S-J, Lee DY, Moon S-H. Microchip-based engineering of super-pancreatic islets supported by adipose-derived stem cells. Biomaterials. 2014; 35: 4815–4826.
Baeyens L, De Breuck S, Lardon J, Mfopou JK, Roo- man I, Bouwens L. In vitro generation of insulin-pro- ducing beta cells from adult exocrine pancreatic cells. Diabetologia. 2005; 48: 49–57.
Song K-H. In vitro transdifferentiation of adult pancrea- tic acinar cells into insulinexpressingcells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004; 316: 1094–1100.
Minami K, Seino S. Pancreatic acinar-to-beta cell trans- differentiation in vitro. Front. Biosci. 2008; 1: 5824– 5837.
Yamada S, Yamamoto Y, NagasawaM. In vitro transdiffe- rentiation of mature hepatocytes into insulin-producing cells. Endocr. J. 2006; 53: 789–795.
Aviv V. Exendin-4 promotes liver cell proliferation and enhances the PDX-1-induced liver to pancreas transdif- ferentiation process. J. Biol. Chem. 2009; 284: 33509– 33520.
Lu Y, Li Y. Transdifferentiation of hepatic oval cells into pancreatic islet beta-cells. Front. Biosci. 2012; 17: 2391–2395.
Ulrich AB, Schmied BM, Standop J, Schneider MB, Pour PM. Pancreatic celllines: a review. Pancreas. 2002; 24: 111–120.

Shimoda M., Chеn S., Noduchi H., Matsumoto S., Gray- burn P.A. Neurogenic differentiation directs differentia- tion of cytokeratin 19 – positive human pancreatic no- nendocrine cells into insulin-producing cells. Transpl. Proc. 2010; 42 (6): 2071–2074.
Скалецкий НН, Кирсанова ЛА, Севастьянов ВИ. Раз- работка и экспериментальное исследование ткане- инженерных конструкций поджелудочной железы из культур островковых клеток поджелудочной железы и биодеградируемых носителей с целью стимуляции регенерации β-клеток у больных сахарным диабе- том. Трансплантология: итоги и перспективы. 2013; V: 140–152. Skaletskiy NN., Kirsanova LA., Sevastia- nov VI. Razrabotka i experimentalnoye issledovaniye tkaneinzhenernykh konstruktsiy podzheludochnoy zhe- lezy iz kultur ostrovkovykh kletok podzheludochnoy zhelezy i biodegradiruemykh nositeley s tselyu stimula- tsii regeneratsii β-kletok u bolnykh sakharnym diabetom. Transplantologia: itogi i perspektivy. 2013; V: 140–152.
Lee S-H, Hao E, Savinov AY, Geron I, Strong AJ, Itkin- Ansari P. Human B-cell precursors mature into func- tional insulin-producing cells in an immunoisolation device: implications for diabetes cell therapies. Trans- plantation. 2009; 87 (7): 983–991.
Smith RN, Kent SC, Nagle J, Selig M, Lafrate AJ, Naja- fian N et al. Pathology of an islet transplant 2 years after transplantation: evidence for anonimmunological loss. Transplantation. 2008; 86 (7): 54–62.
Page H, Flood P, Reynaud EG. Three-dimensional tis- sue cultures: current trendsand beyond. Cell Tissue Res. 2013; 352: 123–131.
Saito H, Takeuchi M, Chida K, Miyajima A. Generati- on of glucose-responsivefunctional islets with a three- dimensional structure from mouse fetal pancreatic cells and iPS cells in vitro. PLoS One. 2011; 6: e28209.
Daoud J, Asami K, Rosenberg L, Tabrizian M. Long- term in vitro human pancreatic islet culture using three dimensional microfabricated scaffolds. Biomaterials. 2011; 32: 1536–1542.
Zhao V, Song C, Zhang W. The three-dimensional nano- fiber scaffold culture condition improves viability and function of islets. J. Biomat. Res. A. 2010; 94 (3): 667– 672.
Kaufman-Francis K, Koffl er J, Weinberg N., Dor Y. & Levenberg S. Engineered vascular beds provide key sig- nals to pancreatic hormone-producing cells. PLoS One. 2012; 7: e40741.
Hall KK, Gattas-Asfura KM, Stabler CL. Microencapsu- lation of islets within alginate/poly (ethylene glycol) gels cross-linked via Staudinger ligation. Acta Biomat. 2011; 7: 614–624.
Mason MN, Mahoney MJ. Inhibition of Gamma-Secreta- se Activity Promotes Differentiation of Embryonic Pan- creatic Precursor Cells into Functional Islet-like Cluster- sin Poly(Ethylene Glycol) Hydrogel Culture. Tissue Eng. Part A. 2010; 16: 2593–2603.
Zhang Y, Jalili RB, Warnock GL., Ao Z, Marzban L, Gha- hary A. Three-dimensional scaffolds reduce islet amy- loid formation and enhance function of cultured human islets. Am. J. Pathol. 2012 Oct; 181 (4): 1296–1305.

Weber LM, He J, Bradley B., Haskins K, Anseth KS. PEG-based hydrogels as an in vitro encapsulation plat- form for testing controlled beta-cell microenvironments. Acta Biomater. 2006; 2: 1–8.
Cruise G, Hubbel J. In vitro and in vivo performance of porcine islets encapsulated in interfacially polymerized poly(ethylene glycol) diacrylate membranes. Cell Trans- plant. 1999; 8: 293–306.
Weber LM, Hayda KN, Haskins K, Anseth KS. The ef- fects of cell-matrixinteractions on encapsulated beta-cell function within hydrogels functionalized withmatrix-de- rived adhesive peptides. Biomaterials. 2007; 28: 3004– 3011.
Mason MN, Mahoney MJ. Selective beta-Cell Differen- tiation of Dissociated Embryonic Pancreatic Precursor Cells Cultured in Synthetic Polyethylene Glycol Hydro- gels. Tissue Eng. Part A. 2009; 15: 1343–1352.
Sabra G, Vermette P. A 3D cell culture system: separati- on distance between INS-1 cell and endothelial cell mo- nolayers co-cultured in fibrin influences INS-1 cells in- sulin secretion. Biotechnol. Bioeng. 2013; 110: 619–627.
Cheng JY, Raghunath M, Whitelock J, Poole-Warren L. Маtrix components and scaffolds for sustained islet function. Tissue Eng. Part B Rev. 2011. 17: 235–247.
Stendahl J., Kaufman D, Stupp S. Extracellular matrix in pancreatic islets: Relevance to scaffold design and trans- plantation. Cell Transplant. 2009; 18: 1–12.
Coronel M., Stabler C. Engineering a local microenvi- ronment for pancreatic islet replacement. Curr. Opin. Biotechnol. 2013; 24: 900–908.
Василец ВН. Методы изготовления матриксов. Био- совместимые материалы: учебное пособие. Под ред. В.И. Севастьянова, М.П. Кирпичникова. М.: МИА, 2011: 229–236. VasiletsVN. Metody izgotovleniya ma- trixov. Biosovmestimiye materialy: uchebnoye posobiye. Pod red. V.I. Sevastianova, M.P. Kirpichnikova. М.: МIА, 2011: 229–236.
Попов ВК. Имплантаты в заместительной и регене- ративной медицине костных тканей. 253–294. Po- pov VK. Implantaty v zamestitelnoy i regenerativnoy meditsine kostnykh tkaney. 253–294.
Hyne RO. The extracellular matrix: not just pretty fibrils.
Science. 2009; 326, 1216–1219.
Londono R, Badylak SF. Biologic Scaffolds for Rege- nerative Medicine: Mechanisms of in vivo Remodeling. Annals of Biomedical Engineering. March 2015; 43, Is- sue 3: 577–592.
Deijnen JHM., Hulstaert CE, Wolters GHJ, Schilfgaar- de R. Significance of theperi-insular extracellular matrix for islet isolation from the pancreas of rat, dog, pig, and man. Cell Tissue Res. 1992; 267: 139–146.
Jiang F-X, Harrison LC. Extracellular signals and pan- creatic beta-cell development: a brief review. Mol. Med. 2002; 8: 763–770.
Jiang F-X, Georges-Labouesse E, Harrison LC. Regula- tion of laminin 1-induced pancreatic beta-cell differen- tiation by alpha 6 integrin and alpha-dystroglycan. Mol. Med. 2001; 7: 107–114.
Pinkse GGM, Bouwman WP, Jiawan-Lalai R, Terpst- ra OT, Bruijn JA, Heer de E. Integrin signaling via RGD
peptides and anti-1 antibodies confers resistance to apo- ptosis in islets of Langerhans. Diabetes. 2006; 55: 1–6.

Ris F, Hammar E, Bosco D, Pilloud C, Maedler K, Do- nath MY et al. Impact of integrin-matrix matching and inhibition of apoptosis on the survival of purified human beta-cells in vitro. Diabetologia. 2002; 45: 841–850.
Hammar G, Parnaud D, Bosco E. Extracellular Matrix Protects Pancreatic beta-Cells Against Apoptosis. Dia- betes. 2004; 53: 2034–2041.
Deijnen JH, Snylichem Van M, Wolters Van PTR, Schilf- gaarde Van GHR. Cell & Tissue Distribution of colla- gens type I, type III and type V in the pancreas of rat, dog, pig and man. Cell Tissue Res. 1994; 277: 115–121.
Hughes SJ, Clark A, McShane P, Contractor HH, Gray DW, Johnson PR. Characterisation of collagen VI within the islet-exocrine interface of the human pancre- as: implications for clinical islet isolation? Transplanta- tion. 2006; 8: 1. 423–426.
Cirulli V, Beattie GM, Klier G. Expression and function of alpha(v)beta(3) and alpha(v)beta(5) integrinsin the developing pancreas: roles in the adhesion and migration of putative endocrine progenitor cells. J. Cell Biol. 2000; 150: 1445–1460.
Kaido T, Yebra M, Cirulli V, Montgomery AM. Regula- tion of human beta-cell adhesion, motility, and insulin secretion by collagen IV and its receptor alpha1 beta1. J. Bio. Chem. 2004; 279: 53762–53769.
Yalili RB, Moeen-Rezakhanlou A, Hosseni-Tabatabaei A, Ao Z, Warnock GL. Fibroblast populated collagen matrix promotes islet survival and reduces the number of islet required for diabetes reversal. J. Cell Physiol. 2011; 226 (7): 1813–1819.
Riopel M, Trinder M, Wang R. Fibrin, a scaffold material for islet transplantation and pancreatic endocrine tissue engineering. Tissue Eng. Part B Rev. 2014, Jul. 24 (Epub ahead of print).
Kuehn C, Lakey JR, Lamb MW, Vermette P. Young por- cine endocrine pancreatic islets cultured in fibrin show improved resistance toward hydrogen peroxide. Islets. 2013 Sep–Dec; 5 (5): 207–215. doi: 10.4161/isl.26989. Epub 2013 Nov.
Севастьянов ВИ, Перова НВ, Немец ЕА и др. При- меры экспериментально-клинического применения биосовместимых материалов в регенеративной ме- дицине. Биосовместимые материалы: учебное посо- бие. Под ред. В.И. Севастьянова, М.П. Кирпичникова. М.: МИА, 2011: 237–252. Sevastianov VI, Perova NV, Nemets EA i dr. Primery experimentalno-klinicheskogo primeneniya biosovmestimykh materialov v regenerativ- noy meditsine. Biosovmestimiye materialy: uchebnoye posobiye. Pod red. V.I. Sevastianova, M.P. Kirpichniko- va. М.: МIА, 2011: 237–252.

Fisher SA, Tam RY, Shoichet MS. Tissue mimetics: engi- neered hydrogel matrices provide biomimetic environ- ments for cell growth. Tissue Engineering. 2014; Part A. 20: 895–898.
Севастьянов ВИ, Перова НВ. Инъекционный гетеро- генный биополимерный гидрогель для заместитель- ной и регенеративной хирургии и способ его полу- чения. Патент РФ № 2433828 (2010). Sevastianov VI, Perova NV. Inyektsionniy geterogenniy biopolimerniy gidrogel dla zamestitelnoy i regenerativnoy khirurgii i sposob yego polucheniya. Patent RF 2433828 (2010).
3.Перова НВ, Севастьянов ВИ. Биополимерный гете- рогенный гидрогель Сферо®ГЕЛЬ – инъекционный биодеградируемый имплантат. Практическая меди- цина. 2014; 8 (84): 111–116. Perova NV, Sevastianov VI. Sfero®GEL – inyektsionniy biodegradiruyemiy implan- tat. Prakticheskaya meditsina. 2014; 8 (84): 111–116.
Chun S, Huang Y, Xie WJ, Hou Y, Huang RP, Song Y. Adhesive growth of pancreatic islet cells on a polygly- colic acid fibrous scaffold. Transplant. Proc. 2008; 40: 1658–1663.
Daoud J, Asami K, Rosenberg L, Tabrizian M. Long- term in vitro human pancreatic islet culture using three dimensional microfabricated scaffolds. Biomaterials. 2011; 32, 1536–1542.
Marchioli G, van Gurp L, van Krieken PP. Fabrica- tion of three-dimensional bioplotted hydrogel scaffolds for islets of Langerhans transplantation. Biofabrica- tion. 2015 May 28; 7 (2): 025009. doi: 10.1088/1758- 5090/7/2/025009.
Kaufman-Francis K, Koffler J, Weinberg N, Dor Y, Le- venberg S. Engineered vascularbeds provide key signals to pancreatic hormone-producing cells. PLoS One. 2012; 7: 740–741.
O'Connell PJ, Holmes-Walker DJ, Goodman D, Haw- thorne WJ, Loudovaris T, Gunton JE et al. Multicenter Australian Trial of Islet Transplantation: Improving Ac- cessibility and Outcomes. Am. J. Transplant. 2013; 13: 1850–1858.